Autora ieguldījums:SB un YEK izstrādāja un izstrādāja pārskata struktūru un saturu. SB analizēja datus un uzrakstīja manuskriptu. EEM, MS, HB, NM, LK un YEK piedalījās rakstīšanā – pārskatīšanā un rediģēšanā. YEK uzraudzīja projektu. Visi autori ir izlasījuši un piekrituši publicētajai manuskripta versijai.

Cistanche glikozīds var arī palielināt SOD aktivitāti sirds un aknu audos un būtiski samazināt lipofuscīna un MDA saturu katrā audā, efektīvi attīrot dažādus reaktīvos skābekļa radikāļus (OH-, H2O₂ utt.) un aizsargājot no izraisītiem DNS bojājumiem. ar OH-radikāļiem. Cistanche feniletanoīda glikozīdiem ir spēcīga brīvo radikāļu attīrīšanas spēja, augstāka reducējošā spēja nekā C vitamīnam, tie uzlabo SOD aktivitāti spermas suspensijā, samazina MDA saturu un zināmā mērā aizsargā spermas membrānas darbību. Cistanche polisaharīdi var uzlabot SOD un GSH-Px aktivitāti eksperimentāli novecojošu D-galaktozes izraisītu peļu eritrocītos un plaušu audos, kā arī samazināt MDA un kolagēna saturu plaušās un plazmā, kā arī palielināt elastīna saturu. laba attīrošā iedarbība uz DPPH, pagarina hipoksijas laiku novecojošām pelēm, uzlabo SOD aktivitāti serumā un aizkavē plaušu fizioloģisko deģenerāciju eksperimentāli novecojošām pelēm Ar šūnu morfoloģisko deģenerāciju eksperimenti ir parādījuši, ka Cistanche ir labas antioksidanta spējas un tas var būt zāles ādas novecošanās slimību profilaksei un ārstēšanai. Tajā pašā laikā ehinakozīdam Cistančā ir ievērojama spēja attīrīt DPPH brīvos radikāļus un novērst reaktīvās skābekļa sugas un novērst brīvo radikāļu izraisītu kolagēna noārdīšanos, kā arī tam ir laba iedarbība uz timīna brīvo radikāļu anjonu bojājumiem.

Noklikšķiniet uz Cistanche tablešu priekšrocības

【Lai iegūtu plašāku informāciju:george.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】

Finansējums:Šo pētījumu finansēja OCP Phosboucraâ fonds, Laayoune, Maroka, grants Nr. PR008.

Institucionālās pārbaudes padomes paziņojums:Nav piemērojams.

Informētas piekrišanas paziņojums:Nav piemērojams.

Paziņojums par datu pieejamību:Datu koplietošana neattiecas uz šo rakstu, jo šī pētījuma laikā netika ģenerētas vai analizētas datu kopas.

Interešu konflikti:Autori paziņo, ka pētījums tika veikts, nepastāvot komerciālām vai finansiālām attiecībām, kuras varētu uzskatīt par potenciāliem interešu konfliktiem.

Atsauces

1. Augu šūnu tehnoloģija — jūsu partneris augu audu kultūrā. Augu šūnu tehnoloģijas pielietojums kosmētikas rūpniecībā. Pieejams tiešsaistē:

2. Precedentence Research. Augu ekstraktu tirgus apjoms līdz 2030. gadam sasniegs aptuveni USD 22,49 miljardus.

3. Precedentence Research. Augu ekstraktu tirgus apjoms līdz 2030. gadam ir aptuveni 22,49 miljardi USD.

4. Trehans, S.; Michniak-Khn, B.; Beri, K. Augu cilmes šūnas kosmētikā: pašreizējās tendences un nākotnes virzieni. Future Sci. OA 2017, 3, FSO226. [CrossRef] [PubMed]

5. Georgijevs, V.; Slavovs, A.; Vasiļeva, I.; Pavlovs, A. Augu šūnu kultūra kā jauna tehnoloģija aktīvo kosmētikas sastāvdaļu ražošanai. Inž. Life Sci. 2018, 18, 779–798. [CrossRef] [PubMed]

6. Espinosa-Leal, CA; Puente-Garza, Kalifornija; García-Lara, S. In vitro augu audu kultūra: līdzekļi bioloģiski aktīvo savienojumu ražošanai. Planta 2018, 248, 1.–18. [CrossRef] [PubMed]

7. Namdeo, AG; Ingwale, DK Ashwagandha: Sasniegumi augu biotehnoloģiskās pieejās bioaktīvo savienojumu pavairošanai un ražošanai. J. Ethnopharmacol. 2021, 271, 113709. [CrossRef]

8. Parrado, C.; Mercado-Saenz, S.; Peress-Davo, A.; Gilaberte, Y.; Gonsaless, S.; Juarranz, A. Vides faktori, kas ietekmē ādas novecošanos. Mehāniskais ieskats. Priekšpuse. Pharmacol. 2019, 10, 759. [CrossRef]

9. Pérez-S0. Yousef, H.; Alhadžs, M.; Šarma, S. Anatomija, āda (integuments), epiderma; Izdevniecība StatPearls: Treasure Island, FL, ASV, 2017. gads.

11. Šīns, J.-W.; Kvons, S.-H.; Choi, J.-Y.; Na, J.-I.; Ak, C.-H.; Choi, H.‑R.; Park, K.-C. Ādas novecošanas un pretnovecošanās pieejas molekulārie mehānismi. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 2126. [CrossRef]

12. Mihalaks, M.; Pierzaks, M.; Krēcišs, B.; Suliga, E. Bioaktīvie savienojumi ādas veselībai: pārskats. Uzturvielas 2021, 13, 203. [CrossRef]

13. Kobajaši, T.; Rikardo-Gonzaless, RR; Moro, K. Ādas rezidenta iedzimtās limfoīdās šūnas – ādas iedzimtie aizbildņi un regulatori. Trends Immunol. 2020, 41, 100–112. [CrossRef]

14. Nīlsens, MM; Ariāls, E.; Safari, E.; Mojsoska, B.; Jensens, H.; Prabhala, BK Pašreizējais SLC un ABC transporta līdzekļu stāvoklis ādā un to saistība ar sviedru metabolītiem un ādas slimībām. Proteomes 2021, 9, 23. [CrossRef]

15. Vanga, AS; Drīzens, O. Šūnu novecošanās un ādas novecošanās biomarķieri. Priekšpuse. Genet. 2018, 9, 247. [CrossRef] [PubMed]

16. Bontē, F.; Žirārs, D.; Archambault, J.-C.; Desmoulière, A. Ādas izmaiņas novecošanas laikā. Bioķīmijā un novecošanās šūnu bioloģijā: II daļa klīniskā zinātne; Springer: Berlīne/Heidelberga, Vācija, 2019; 91.sējums, 249.–280.lpp.

17. Rinnertālers, M.; Bišofs, J.; Streubel, MK; Trosts, A.; Rihters, K. Oksidatīvais stress novecojošā cilvēka ādā. Biomolecules 2015, 5, 545–589. [CrossRef] [PubMed]

18. Zamarrons, A.; Lorio, S.; Gonsaless, S.; Juarranz, Á. Papardes bloks novērš ādas šūnu bojājumus, ko izraisa redzams un infrasarkanais starojums. Int. J. Mol. Sci. 2018, 19, 2250. [CrossRef]

19. Kamijers, A.; Luiten, R. Oksidācijas notikumi un ādas novecošanās. Aging Res. Atkl. 2015, 21, 16.–29. [CrossRef] [PubMed]

20. Kristensens, L.; Sugs, A.; Barons, E. Ultravioletā fotobioloģija dermatoloģijā. Ultravioletā gaismā cilvēku veselībā, slimībās un vidē; Springer: Berlīne/Heidelberga, Vācija, 2017; 996.sējums, 89.–104.lpp.

21. Samtija, M.; Aluko, RE; Djūva, T.; Moreno-Rojas, JM No augu pārtikas iegūto bioaktīvo komponentu potenciālie ieguvumi veselībai: pārskats. Foods 2021, 10, 839. [CrossRef]

22. Bakrims, PB; Nurcahyanti, ADR; Dmitrijs, M.; Mahdi, I.; Elgamal, AM; El Raey, MA; Wink, M.; Sobeh, M. Ximenia Americana Var. lapu ekstrakta fitoķīmiskā profilēšana. Caffra un tās antioksidanta, antibakteriālas un pretnovecošanās aktivitātes in vitro un in Caenorhabditis Elegans: kosmētiskā un dermatoloģiskā pieeja. Oksīds. Med. Šūna. Longevs. 2022, 2022, 3486257. [CrossRef]

23. Zhao, Y.; Vu, Y.; Wang, M. Bioaktīvās augu izcelsmes vielas 30. Handb. Food Chem. 2015, 967, 967–1008.

24. Abeyrathne, EDNS; Nam, K.; Huangs, X.; Ahn, DU Augu un dzīvnieku izcelsmes antioksidantu struktūra, efektivitāte, mehānismi un pielietojumi: pārskats. Antioksidanti 2022, 11, 1025. [CrossRef]

25. Smetanska, I. Ilgtspējīga polifenolu un antioksidantu ražošana augu in vitro kultūrās. Augu in vitro sistēmu bioapstrādē; Springer: Berlīne/Heidelberga, Vācija, 2018; 225.–269.lpp.

26. Namdeo, A. Augu šūnu stimulēšana sekundāro metabolītu ražošanai: pārskats. Pharmacogn Rev. 2007, 1, 69–79.

27. Georgijevs, MI; Vēbers, Dž.; Maciuk, A. Augu šūnu kultūru bioapstrāde mērķa savienojumu masveida ražošanai. Appl. Microbiol. Biotehnoloģija. 2009, 83, 809–823. [CrossRef]

28. Van, Sī; Chen, C.-T.; Sciarappa, V.; Vanga, CY; Nometne, MJ augļu kvalitāte, antioksidantu kapacitāte un bioloģiski un tradicionāli audzētu melleņu flavonoīdu saturs. J. Agric. Food Chem. 2008, 56, 5788–5794. [CrossRef] [PubMed]

29. Roberts, SC Terpenoīdu ražošana un inženierija augu šūnu kultūrā. Nat. Chem. Biol. 2007, 3, 387–395. [CrossRef] [PubMed]

30. Kojago-Krūzs, E.; Korels, M.; Stinco, CM; Hernancs, D.; Moriana, A.; Meléndez-Martínez, AJ. Regulētās deficīta apūdeņošanas ietekme uz dažādu tomātu šķirņu (Solanum Lycopersicum L.) kvalitātes parametriem, karotinoīdiem un fenoli. Food Res. Int. 2017, 96, 72–83. [CrossRef] [PubMed]

31. Alkezars, B.; Rodrigo, MJ; Lado, J.; Zacarías, L. Salīdzinošs fizioloģiskais un transkripcijas pētījums par karotinoīdu biosintēzi baltajā un sarkanajā greipfrūtā (Citrus Paradisi Macf.). Koks Genet. Genomi 2013, 9, 1257–1269. [CrossRef]

32. Khoo, KS; Lī, SY; Ooi, CW; Fu, X.; Miao, X.; Ling, TC; Show, PL Jaunākie sasniegumi Haematococcus Pluvialis astaksantīna biorafinēšanas rūpnīcā. Bioresurss. Tehn. 2019, 288, 121606. [CrossRef]

33. Igreja, WS; Maija, FdA; Lopes, AS; Chisté, RC Karotinoīdu biotehnoloģisko ražošanu, izmantojot zemu izmaksu substrātus, ietekmē kultivēšanas parametri: pārskats. Int. J. Mol. Sci. 2021, 22, 8819. [CrossRef] [PubMed]

34. Kvido, S.; Defjē, D.; Douat-Cassus, C.; Pouységu, L. Augu polifenoli: ķīmiskās īpašības, bioloģiskās aktivitātes un sintēze. Angew. Chem. Int. Ed. 2011, 50, 586–621. [CrossRef]

35. Braga, A.; Ferreira, P.; Oliveira, J.; Roča, I.; Faria, N. Resveratrola heterologā ražošana baktēriju saimniekos: pašreizējais stāvoklis un perspektīvas. Pasaules J. Microbiol. Biotehnoloģija. 2018, 34, 1.–11. [CrossRef]

36. Bīkvilders, Dž.; Volsvinkels, R.; Džonkers, H.; Halle, R.; de Vos, CR; Bovy, A. Resveratrola ražošana rekombinantos mikroorganismos. Appl. Vide. Microbiol. 2006, 72, 5670–5672. [CrossRef]

37. Li, M.; Šneiders, K.; Kristensens, M.; Borodina, I.; Nielsen, J. Inženierraugs augsta līmeņa stilbenoīdu antioksidantu ražošanai. Sci. Rep. 2016, 6, 1.–8. [CrossRef]

38. Gaspars, P.; Dudņiks, A.; Neves, AR; Föster, J. Engineering Lactococcus Lactis Stilbene ražošanai. In Proceedings of the 28th International Conference on Polyphenols 2016, Vīne, Austrija, 2016. gada 11. jūlijs; DTU Denmark: Kongens Lyngby, Dānija, 2016.

39. Kallscheuer, N.; Vogs, M.; Stenzels, A.; Getgens, J.; Bots, M.; Marienhagen, J. Corynebacterium Glutamicum platformas celma konstrukcija stilbēnu un (2S)-flavanonu ražošanai. Metab. Inž. 2016, 38., 47.–55. [CrossRef] [PubMed]

40. Tjans, B.; Liu, J. Resveratrol: Pārskats par augu avotiem, sintēzi, stabilitāti, modifikāciju un pārtikas pielietojumu. J. Sci. Pārtikas lauksaimniecības. 2020, 100, 1392–1404. [CrossRef] [PubMed]

41. Yang, Y.; Lin, Y.; Li, L.; Linhards, RJ; Yan, Y. Malonil-CoA metabolisma regulēšana, izmantojot sintētiskās antisense RNS, lai uzlabotu dabisko produktu biosintēzi. Metab. Inž. 2015, 29, 217–226. [CrossRef]

42. Mirass-Moreno, B.; Pedrenjo, M.Á.; Romero, LA Fitoēna bioloģiskā aktivitāte un biopieejamība un stratēģijas tā ražošanas uzlabošanai. Phytochem. Rev. 2019, 18, 359–376. [CrossRef]

43. Ramiress-Estrada, K.; Vidal-Limon, H.; Hidalgo, D.; Moyano, E.; Goleniosvki, M.; Kusido, RM; Palazon, J. Elicitation, efektīva stratēģija bioaktīvu augstas pievienotās vērtības savienojumu biotehnoloģiskai ražošanai augu šūnu rūpnīcās. Molecules 2016, 21, 182. [CrossRef]

44. Expósito, O.; Bonfils, M.; Moyano, E.; Onrubija, M.; Mirjalili, M.; Kusido, R.; Palazon, J. Taksola un saistīto taksoīdu biotehnoloģiskā ražošana: pašreizējais stāvoklis un perspektīvas. Pretvēža līdzekļi Med. Chem. Bijušais. Curr. Med. Chem.-Anti-Cancer Agents 2009, 9, 109–121. [CrossRef]

45. Matsubara, K.; Kitani, S.; Jošioka, T.; Morimoto, T.; Fudžita, Y.; Yamada, Y. Coptis Japonica šūnu augsta blīvuma kultūra palielina berberīna ražošanu. J. Chem. Tehn. Biotehnoloģija. 1989, 46, 61–69. [CrossRef]

46. ​​Chattopadhyay, S.; Šrivastava, AK; Bhojvani, SS; Bisaria, VS Podofilotoksīna ražošana ar Podophyllum Hexandrum augu šūnu kultūrām bioreaktorā. J. Biosci. Bioeng. 2002, 93, 215–220. [CrossRef]

47. Gao, H.; Sju, Dž.; Liu, X.; Liu, B.; Deng, X. Gaismas ietekme uz karotinoīdu ražošanu un karotenoģenēzes gēnu ekspresiju četru genotipu citrusaugļos. Acta Physiol. Augu. 2011, 33, 2485–2492. [CrossRef]

48. Burānasūdja, V.; Rani, D.; Malla, A.; Kobtrakuls, K.; Vimolmangkang, S. Ieskats Centella Asiatica (L.) kalusa ekstrakta antioksidantu aktivitātēs un ādas novecošanās novēršanā. Sci. Rep. 2021, 11, 1.–16. [CrossRef]

49. Kikovska, MA; Chmielewska, M.; Vlodarčiks, A.; Studzi ´nska-Sroka, E.; ˙Zučovskis, J.; Stochmal, A.; Kotvika, M.; Thiem, B. Chaenomeles Japonica (Thunb.) Lindl. Pentaciklisko triterpenoīdu bagātā kallus ekstrakta ietekme. Ex Spach par normālu cilvēka ādas fibroblastu dzīvotspēju, morfoloģiju un proliferāciju. Molecules 2018, 23, 3009. [CrossRef] [PubMed]

50. Hseu, Y.-C.; Korivi, M.; Lin, F.-Y.; Li, M.-L.; Lin, R.-W.; Vu, J.-J.; Yang, H.-L. Transkanēlskābe mazina UVA izraisītu fotonovecošanos, inhibējot AP-1 aktivāciju un Nrf{10}}mediēto antioksidantu gēnu indukciju cilvēka ādas fibroblastos. J. Dermatol. Sci. 2018, 90, 123–134. [CrossRef] [PubMed]

51. Adhikari, D.; Panthi, VK; Pangeni, R.; Kims, HJ; Park, JW sagatavošana, raksturojums un bioloģiskās aktivitātes aktuālām pretnovecošanās sastāvdaļām citrusaugļu Junos Callus ekstraktā. Molecules 2017, 22, 2198. [CrossRef] [PubMed]

52. Hong, Y.; Lī, H.; Tran, Q.; Bayarmunh, C.; Boldbātars, D.; Kvons, SH; Parks, J.; Park, J. Diplectria Barbata (Wall. Ex CB Clarke) Franken et Roos ekstrakta labvēlīgā ietekme uz novecošanu un antioksidantiem in vitro un in vivo. Toksikols. Res. 2021, 37, 71–83. [CrossRef]

54. Menbari, A.; Bahramnejads, B.; Abuzaripoor, M.; Šahmansūri, E.; Zarei, MA Granny Smith ābolu augļu kallus un šūnu suspensijas kultūru izveide un to ekstraktu antitirozīna aktivitāte. Sci. Hortic. 2021, 286, 110222. [CrossRef]

54. Mačala, P.; Ļudvytska, O.; Ķicels, A.; Dziedžičs, A.; Olševska, MA; ˙Zbikowska, HM Fitoķīmiski standartizēto olīvu (Olea Europaea L.) lapu ekstrakta fotoaizsardzības potenciāla vērtēšana UVA apstarotos cilvēka ādas fibroblastos. Molecules 2022, 27, 5144. [CrossRef]

55. Lī, H.; Hong, Y.; Tran, Q.; Čo, H.; Kims, M.; Kims, C.; Kvons, SH; Parks, S.; Parks, J.; Park, J. Jauna ginsenosīda RG3 loma novecošanās novēršanā, izmantojot mitohondriju funkciju ultravioletā starojuma apstarotajos cilvēka ādas fibroblastos. J. Ginseng Res. 2019, 43, 431–441. [CrossRef]

56. Lī, H.; Hong, Y.; Kvons, SH; Parks, J.; Park, J. Pretnovecošanās ietekme Piper Cambodianum P. Fourn. Ekstrakts par normālām cilvēka ādas fibroblastu šūnām un brūču dzīšanas modeli pelēm. Clin. Interv. Novecošana 2016, 11, 1017.

58. Rani, D.; Buranasudja, V.; Kobtrakuls, K.; De-Eknamkuls, V.; Vimolmangkang, S. Pueraria Candollei Var. Mirifica suspensijas šūnas sola antioksidantu potenciālu, kas liecina par pretnovecošanās darbību. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2021, 145, 29–41. [CrossRef]

58. Kima, HJ; Park, JW Pyrus Pyrifolia Var Celta augu kallus ekstrakta pretnovecošanās aktivitātes. Trop. J. Pharm. Res. 2017, 16, 1579–1588. [CrossRef]

59. Kims, H.-R.; Kims, S.; Jie, EY; Kims, SJ; Ahn, WS; Jeong, S.-I.; Yu, K.-Y.; Kima, DR; Kima, S.-Y. Tiarella Polyphylla D. Don Callus ekstrakta ietekme uz fotonovecošanos cilvēka priekšādiņas fibroblastu Hs68 šūnās. Nat. Prod. Commun. 2021, 16, 1934578X211016970. [CrossRef]

60. Chalageri, G.; Danandžaja, S.; Raghavendra, P.; Kumar, LS; Babu, U.; Varma, SR Augu veģetatīvo daļu aizstāšana ar kallus šūnu ekstraktiem: gadījuma izpēte ar Woodfordia Fruticosa Kurz. — spēcīga sastāvdaļa ādas kopšanas preparātos. S. Afr. Dž. Bots. 2019, 123., 351.–360. [CrossRef]

61. Žao, P.; Alam, MB; Lī, S.-H. Aizsardzība pret UVB izraisītu fotonovecošanos ar Fuzhuan-Brick tējas ūdens ekstraktu, izmantojot MAPK/Nrf2- mediēta MMP pazemināta regulēšana-1. Uzturvielas 2018, 11, 60. [CrossRef] [PubMed]

62. Hseu, Y.-C.; Tsai, Y.-C.; Huangs, P.-J.; Ou, T.-T.; Korivi, M.; Hsu, L.-S.; Čangs, S.-H.; Wu, C.-R.; Yang, H.-L. Lindera Erythrocarpa lucidona dermatoprotektīvā iedarbība, izmantojot Nrf{10}}mediētu antioksidantu gēnu indukciju UVA apstarotos cilvēka ādas keratinocītos. J. Funkcija. Foods 2015, 12, 303.–318. [CrossRef]

63. Čo, WK; Kims, H.-I.; Kima, S.-Y.; SEO, HH; Dziesma, J.; Kims, Dž.; Shin, DS; Prieks.; Choi, H.; Lee, JH. Leontopodium Alpinum (Edelweiss) kallusa kultūras ekstrakta iedarbība pret novecošanos, izmantojot transkripta profilēšanu. Genes 2020, 11, 230. [CrossRef]

64. Vičita, V.; Saewan, N. Trīs rīsu šķirņu kallusu kultūras antioksidanti un pretnovecošanās aktivitātes. Cosmetics 2022, 9, 79. [CrossRef]

65. Kunčana, K.; Jarisarapurins, V.; Čularojmontri, L.; Wattanapitayakul, SK Iespējamā amlas (Phyllanthus Emblica L.) augļu ekstrakta izmantošana, lai aizsargātu ādas keratinocītus no iekaisuma un apoptozes pēc UVB apstarošanas. Antioksidanti 2021, 10, 703. [CrossRef]

66. Farràs, A.; Mitjans, M.; Maggi, F.; Kaprioli, G.; Vinardell, deputāts; López, V. Polypodium Vulgare L. (Polypodiaceae) kā bioaktīvo savienojumu avots: polifenola profils, citotoksicitāte un citoprotektīvas īpašības dažādās šūnu līnijās. Priekšpuse. Pharmacol. 2021, 12, 727528. [CrossRef]

67. Park, DE; Adhikari, D.; Pangeni, R.; Panthi, VK; Kims, HJ; Park, JW Callus ekstrakta no Pyrus Pyrifolia sagatavošana un raksturojums un tā ietekmes uz ādas atjaunošanos izpēte. Kosmētika 2018, 5, 71. [CrossRef]

68. Sobeh, M.; Petruks, G.; Osmans, S.; El Raey, MA; Immbimbo, P.; Monti, DM; Wink, M. Myricitrīna un 3,5-di-O-metilgosipetīna izolēšana no Syzygium Samarangense un to līdzdalības novērtējums keratinocītu aizsardzībā pret oksidatīvo stresu, aktivizējot Nrf{5}} ceļu. Molecules 2019, 24, 1839. [CrossRef]

69. Zahid, NA; Jaafar, HZ; Hakiman, M. Ingvera (Zingiber Officinale Roscoe) "Bentong" mikropavairošana un tā sekundāro metabolītu un antioksidantu aktivitāšu novērtējums salīdzinājumā ar tradicionāli pavairotu augu. Plants 2021, 10, 630. [CrossRef] [PubMed]

70. Jin, S.; Hyun, TK Antocianīna pigmenta 1 (PAP1) ražošanas ārpusdzemdes izpausme uzlabo žeņšeņa (Panax Ginseng CA Meyer) matu sakņu antioksidantu un pretmelanogēnās īpašības. Antioksidanti 2020, 9, 922. [CrossRef] [PubMed]

71. Sena, LM; Zapelli, C.; Apone, F.; Barbulova, A.; Tito, A.; Leone, A.; Olivjēro, T.; Ferracane, R.; Fogliano, V.; Colucci, G. Brassica Rapa matu sakņu ekstrakti veicina ādas depigmentāciju, modulējot melanīna ražošanu un izplatību. J. Kosmētika. Dermatol. 2018, 17, 246–257. [CrossRef] [PubMed]

73. Petruks, G.; Illiano, A.; Del Džudice, R.; Raiola, A.; Amoresano, A.; Rigano, MM; Pikoli, R.; Monti, DM malvidīns un cianidīna atvasinājumi no Açai augļiem (Euterpe Oleracea Mart.) cīnās pret UV-A izraisītu oksidatīvo stresu iemūžinātos fibroblastos. J. Photochem. Photobiol. B 2017, 172, 42–51. [CrossRef] [PubMed]

74. Apone, F.; Tito, A.; Kerola, A.; Arciello, S.; Tortora, A.; Filipīni, L.; Monoli, I.; Kukjara, M.; Gibertoni, S.; Chrispeels, MJ Peptīdu un cukuru maisījums, kas iegūts no augu šūnu sieniņām, palielina augu aizsardzības reakciju uz stresu un mazina ar novecošanos saistītās molekulārās izmaiņas kultivētās ādas šūnās. J. Biotechnol. 2010, 145, 367–376. [CrossRef]

74. Saule, Z.; Parks, SY; Hvangs, E.; Džans, M.; SEO, SA; Līns, P.; Yi, T. Thymus Vulgaris mazina UVB starojuma izraisītus ādas bojājumus, inhibējot MAPK/AP-1 un aktivizējot Nrf2-ARE antioksidantu sistēmu. J. Cell. Mol. Med. 2017, 21, 336.–348. [CrossRef]

75. Tito, A.; Kerola, A.; Bimonte, M.; Barbulova, A.; Arciello, S.; de Laurentijs, F.; Monoli, I.; Hill, J.; Gibertoni, S.; Colucci, G. Tomātu cilmes šūnu ekstrakts, kas satur antioksidantu savienojumus un metālu helātus veidojošos faktorus, aizsargā ādas šūnas no smago metālu izraisītiem bojājumiem. Int. J. Kosmētika. Sci. 2011, 33, 543–552. [CrossRef]

76. Jiao, J.; Gai, Q.-Y.; Vangs, X.; Qin, Q.-P.; Vanga, Z.-Y.; Liu, J.; Fu, Y.-J. Isatis Tinctoria L. Matu sakņu kultūras, lai uzlabotu flavonoīdu produktivitāti un gēnu ekspresiju un ar to saistīto antioksidantu aktivitāti, hitozāns. Ind. Crops Prod. 2018, 124., 28.–35. [CrossRef]

77. Isah, T.; Umārs, S.; Mudžibs, A.; Šarma, deputāts; Rajasekharan, P.; Zafar, N.; Frukh, A. Farmaceitisko līdzekļu sekundārais metabolisms rūpnīcā in vitro kultūrās: stratēģijas, pieejas un ierobežojumi augstākas ražas sasniegšanai. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2018, 132, 239–265. [CrossRef]

78. Lī, K.-J.; Park, Y.; Kims, J.-Y.; Džeongs, T.-K.; Yun, K.-S.; Paeks, K.-Y.; Park, S.-Y. Biomasas un bioaktīvo savienojumu ražošana no Polygonum multiflorum nejaušām sakņu kultūrām, izmantojot gaisa pacelšanas bioreaktorus. J. Plant Biotechnol. 2015, 42, 34–42. [CrossRef]

79. Šarma, P.; Padh, H.; Shrivastava, N. Hairy Root Cultures: A Suitable Biological System for Studying Secondary Metabolic Pathways in Plants. Inž. Life Sci. 2013, 13, 62–75. [CrossRef]

80. Gžegorčiks, I.; Krolicka, A.; Wysoki ´nska, H. Salvia Officinalis L. matu sakņu kultūru izveide rozmarīnskābes ražošanai. Z. Für Naturforschung C 2006, 61, 351–356. [CrossRef]

81. Weremczuk-Je ˙zyna, I.; Gžegorčiks-Karolaks, I.; Fridrihs, B.; Krolicka, A.; Wysoki ´nska, H. Dracocephalum Moldavica matainās saknes: rozmarīnskābes saturs un antioksidantu potenciāls. Acta Physiol. Augu. 2013, 35, 2095–2103. [CrossRef]

83. Šrīvastava, S.; Konlans, XA; Adholeja, A.; Cahill, DM Elite Ocimum Basilicum matainās saknes kā jauns rozmarīnskābes un antioksidantu avots. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2016, 126, 19.–32. [CrossRef]

83. Šekārči, M.; Hadžimehdipūrs, H.; Saeidnia, S.; Gohari, AR; Hamedani, MP Rozmarīnskābes satura salīdzinošais pētījums dažos Labiatae dzimtas augos. Pharmacogn. Mag. 2012, 8., 37.

84. Apone, F.; Tito, A.; Arciello, S.; Karotenuto, G.; Colucci, MG Augu audu kultūras kā sastāvdaļu avoti ādas kopšanai. Annu. Plant Rev. Online 2018, 3, 135–150.

85. Ono, NN; Tian, ​​L. Matu sakņu kultūru daudzveidība: auglīgas iespējas. Augu Sci. 2011, 180, 439–446. [CrossRef] [PubMed]

86. Džins, S.; Bang, S.; Ahn, M.-A.; Lī, K.; Kims, K.; Hyun, TK Antocianīna pārprodukcija žeņšeņa matu saknēs uzlabo to antioksidantu, pretmikrobu un pretelastāzes darbību. J. Plant Biotechnol. 2021, 48, 100–105. [CrossRef]

87. Bouzrū, S.; El Maaiden, E.; Sobeh, M.; Devkota, KP; Boukcim, H.; Kouisni, L.; El Kharrassi, Y. Opuntia un citu kaktusu sugu mikropavairošana, izmantojot paduses dzinumu izplatību: visaptverošs pārskats. Priekšpuse. Augu Sci. 2022, 13, 926653. [CrossRef] [PubMed]

88. Gonsalves, S.; Romano, A. Lavandu (Lavandula spp.) in vitro kultūra un sekundāro metabolītu ražošana. Biotehnoloģija. Adv. 2013, 31, 166–174. [CrossRef]

89. Goyali, J.; Igamberdijevs, A.; Debnath, S. Mikropavairošana ietekmē ne tikai zemo krūmmelleņu (Vaccinium Angustifolium Ait.) augļu morfoloģiju, bet arī tās ārstnieciskās īpašības. In Proceedings of the International Symposium on Medicinal Plants and Natural Products, Monreāla, QC, Kanāda, 2013. gada 17.–19. jūnijs; 137.–142.lpp.

90. Dakah, A.; Zaids, S.; Suleimans, M.; Abass, S.; Wink, M. Ārstniecības auga Ziziphora Tenuior L. pavairošana in vitro un tā antioksidantu aktivitātes novērtējums. Saūda Arābijas J. Biol. Sci. 2014, 21, 317–323. [CrossRef] [PubMed]

91. Sooriamuthu, S.; Vargēze, RJ; Bayyapureddy, A.; Jānis, SST; Narayanan, R. Gaismas izraisīta antidepresantu savienojumu ražošana Hypericum Hookerianum Wight & Arn (Hypericaceae) etiolētu dzinumu kultūrās. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2013, 115, 169–178.

93. Gžegorčiks, I.; Matkovskis, A.; Wysoki ´nska, H. Salvia Officinalis L. in vitro kultūru ekstraktu antioksidanta aktivitāte. Food Chem. 2007, 104., 536.–541. [CrossRef]

93. Al Khateeb, W.; Huseins, E.; Kvota, L.; Aludats, M.; Al-Šāra, B.; Abu-Zaiton, A. Fenola satura in vitro pavairošana un raksturojums kopā ar Cichorium Pumilum Jacq antioksidantu un pretmikrobu iedarbību. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2012, 110, 103–110. [CrossRef]

94. Rehmanis, R.; Chaudhary, M.; Khawar, K.; Lu, G.; Mannans, A.; Zia, M. Caralluma tuberculata pavairošana in vitro un antioksidantu potenciāla novērtēšana. Biologia (Bratisl.) 2014, 69, 341–349. [CrossRef]

95. Abdulhafizs, F.; Muhameds, A.; Kajats, F.; Zakarija, S.; Hamzahs, Z.; Redijs Pamuru, R.; Gundala, PB; Reduan, MFH Alocasia Longiloba Miq mikropavairošana un laukā audzētu augu etanola ekstraktu salīdzinošās antioksidantu īpašības, in vitro pavairotas un in vitro iegūtas kallus. Plants 2020, 9, 816. [CrossRef]

96. Ikeuči, M.; Sugimoto, K.; Iwase, A. Plant Callus: Indukcijas un represiju mehānismi. Plant Cell 2013, 25, 3159–3173. [CrossRef]

97. Fehér, A. Callus, Dediferenciācija, totipotence, somatiskā embrioģenēze: ko šie termini nozīmē molekulārās augu bioloģijas laikmetā? Priekšpuse. Augu Sci. 2019, 10, 536. [CrossRef]

98. Abdulhafiz, F. Augu šūnu kultūras tehnoloģijas: daudzsološas alternatīvas augstvērtīgu sekundāro metabolītu ražošanai. arābs. J. Chem. 2022, 15, 104161. [CrossRef]

99. Dal Toso, R.; Melandri, F. Augu šūnu kultūras tehnoloģija: jauns sastāvdaļu avots. APRŪPE 2010, 28, 35–38.

100. Fremont, F. Cell Culture: An Innovative Approach for Production of Plant Actives; Russell Publishing Ltd.: Brasted, Lielbritānija, 2018. gads.

101. Gao, W.-Y.; Van, Dž.; Li, J.; Wang, Q. Biomasas un bioaktīvo savienojumu ražošana no Panax Quinquefolium L. un Glycyrrhiza Uralensis Fisch šūnu suspensijas kultūrām. Biomasas un bioaktīvo savienojumu ražošanā, izmantojot bioreaktoru tehnoloģiju; Springer: Berlīne/Heidelberga, Vācija, 2014; 143.–164.lpp.

102. Bagheri, F.; Tahviliāns, R.; Karimi, N.; Chalabi, M.; Azami, M. Shikonin Onosma Bulbotrichom Callus Culture produkcija kā aktīvā farmaceitiskā sastāvdaļa. Irāna. J. Pharm. Res. IJPR 2018, 17, 495. [PubMed]

103. Guo, S.; Vīrietis, S.; Gao, V.; Liu, H.; Džans, L.; Xiao, P. Flavonoīdu un polisaharīdu ražošana, pievienojot stimulatoru dažādos Glycyrrhiza Uralensis Fisch šūnu kultivēšanas procesos. Acta Physiol. Augu. 2013, 35, 679–686. [CrossRef]

104. Van, QJ; Zheng, LP; Sima, YH; Juaņa, HY; Wang, JW Metiljasmonāts stimulē 20-hidroksiekdizona veidošanos 'Achyranthes Bidentata' šūnu suspensijas kultūrās. Plant Omics 2013, 6, 116–120.

105. Bimonte, M.; Tito, A.; Kerola, A.; Barbulova, A.; Apone, F.; Koluči, G.; Kukjara, M.; Hill, J. Dolichos Šūnu kultūras ekstrakts aizsardzībai pret UV bojājumiem. Kosmētikas tualete 2014, 129, 46–56.

106. Imparato, G.; Casale, C.; Scamardella, S.; Urciuolo, F.; Bimonte, M.; Apone, F.; Koluči, G.; Netti, P. Jauna inženierijas derma in vitro fotobojājumu izpētei. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2017, 11, 2276–2285. [CrossRef] [PubMed]

107. Vertuani, S.; Begelli, E.; Skalambra, E.; Malisardi, G.; Kopeti, S.; Toso, RD; Baldisserotto, A.; Manfredini, S. Verbaskosīda, jauna antioksidanta, aktivitātes un stabilitātes pētījumi dermokosmētikas un farmaceitiskos lokālos preparātos. Molecules 2011, 16, 7068–7080. [CrossRef]

108. Bimonte, M.; Kerola, A.; Tito, A.; Barbulova, A.; Carucci, F.; Apone, F. Coffea Bengalensis pretgrumbu un ādas tonizēšanai. Kosmētika. Tualete. 2011, 126, 644–650.

109. Yue, W.; Ming, Q.; Līns, B.; Rahmans, K.; Zheng, C.-J.; Han, T.; Qin, L. Ārstniecības augu šūnu suspensijas kultūras: farmaceitiskie pielietojumi un augstas ražas stratēģijas vēlamajiem sekundārajiem metabolītiem. Krit. Rev. Biotechnol. 2016, 36, 215–232. [CrossRef]

110. Baenas, N.; Garsija-Viguera, C.; Moreno, DA Izstrāde: rīks pārtikas produktu bioaktīvā sastāva bagātināšanai. Molecules 2014, 19, 13541–13563. [CrossRef]

111. Vaskonsuelo, A.; Boland, R. Sekundāro metabolītu izdalīšanās augos agrīnās stadijas molekulārie aspekti. Augu Sci. 2007, 172, 861–875. [CrossRef]

112. Halders, M.; Sarkars, S.; Jha, S. Elicitation: Biotechnological Tool for Enhanced Production of Secondary Metabolites in Hairy Root Cultures. Inž. Life Sci. 2019, 19, 880–895. [CrossRef] [PubMed]

113. Usmans, H.; Ullah, MA; Jans, H.; Siddikva, A.; Drueta, S.; Anjum, S.; Džiglioli-Guviarka, N.; Hano, C.; Abbasi, BH. Plaša spektra monohromatisku gaismu interaktīvā ietekme uz Solanum Xanthocarpum Callus kultūru fitoķīmisko ražošanu, antioksidantiem un bioloģiskajām aktivitātēm. Molecules 2020, 25, 2201. [CrossRef] [PubMed]

114. D'Alesandro, R.; Docimo, T.; Graciani, G.; D'Amēlija, V.; De Palma, M.; Kapeta, E.; Tucci, M. Abiotiskā stresa izraisīšana pastiprina Cardoon Calli kā specializētu metabolītu ražošanas bioloģisko rūpnīcu produktivitāti. Antioksidanti 2022, 11, 1041. [CrossRef] [PubMed]

115. Čens, R.; Li, Q.; Tans, H.; Čens, Dž.; Sjao, Y.; Ma, R.; Gao, S.; Zērbe, P.; Čens, V.; Zhang, L. Gēnu-metabolītu tīkls lignānu biosintēzei MeJA izraisītajās Isatis Indigotica matu sakņu kultūrās. Priekšpuse. Augu Sci. 2015, 6, 952. [CrossRef]

116. Veņs, T.; Hao, Y.-J.; An, X.-L.; Sun, H.-D.; Li, Y.-R.; Čens, X.; Piao, X.-C.; Liana, M.-L. Bioaktīvo savienojumu uzkrāšanās uzlabošana Orostachys Cartilaginous šūnu kultūrās A. Bor. izdalīšanās ar salicilskābi un šūnu ekstrakta ietekme uz bioaktīvo aktivitāti. Ind. Crops Prod. 2019, 139, 111570. [CrossRef]

117. Al-Khayri, JM; Naik, PM Elicitor izraisīta biomasas un farmaceitisko fenola savienojumu ražošana dateles palmas (Phoenix Dactylifera L.) šūnu suspensijas kultūrā. Molecules 2020, 25, 4669. [CrossRef]

118. Durāna, MDL; Zabala, MEA; Londoño, GAC Flavonoīdu ražošanas optimizācija Thevetia Peruviana augu šūnu kultūrā, kas iegūta ar metiljasmonātu un salicilskābi. Braz. Arch. Biol. Tehn. 2021, 64, e21210022. [CrossRef]

119. Wongwicha, W.; Tanaka, H.; Šojama, Y.; Putalun, W. Methyl Jasmonate Elicitation Enhances Glycyrrhizin Production in Glycyrrhiza Inflata Hairy Roots Cultures. Z. Für Naturforschung C 2011, 66, 423–428. [CrossRef]

120. Šoja, AA; Çirak, C.; Ganjeali, A.; Cheniany, M. Fenola savienojumu uzkrāšanās un antioksidantu aktivitātes stimulēšana Salvia Tebesana Bunge in vitro kultūrā, reaģējot uz nano-TiO2 un metiljasmonāta izraisītājiem. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2022, 149, 423–440. [CrossRef]

121. Pilaisangsuree, V.; Sombūns, T.; Tonglairoum, P.; Keawracha, P.; Vongsa, T.; Kongbangkerds, A.; Limmongkon, A. Stilbēna savienojumu un metiljasmonāta un ciklodekstrīna izraisītas zemesriekstu matu sakņu kultūras pretiekaisuma aktivitātes uzlabošana. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2018, 132, 165–179. [CrossRef]

122. Ayola-Oresanya, IO; Sonibare, MA; Gueye, B.; Abertona, MT; Morlock, GE Antioksidantu metabolītu izdalīšana musa sugās in vitro dzinumu kultūrā, izmantojot saharozi, temperatūru un jasmonskābi. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2021, 146, 225–236. [CrossRef]

123. Mosavat, N.; Golkars, P.; Yousefifard, M.; Javed, R. Modulation of Callus Growth and Secondary Metabolites in Different Thymus Species and Zataria Multiflora Micropropagated under ZnO Nanopartticles Stress. Biotehnoloģija. Appl. Biochem. 2019, 66, 316–322. [CrossRef] [PubMed]

124. Ali, A.; Mohameds, S.; Khan, MA; Raja, NI; Arifs, M.; Kamils, A.; Mashwani, Z.-R. Sudraba nanodaļiņas, kas izdalītas in vitro kallusu kultūrās biomasas un sekundāro metabolītu uzkrāšanai Caralluma Tuberculata. Artif. Šūnas Nanomedicīna Biotehnoloģija. 2019, 47, 715–724. [CrossRef] [PubMed]

125. Čuns, I.-M.; Radžakumars, G.; Thiruvengadam, M. Sudraba nanodaļiņu ietekme uz fenola savienojumu ražošanu un bioloģiskajām aktivitātēm Cucumis anguria matu sakņu kultūrās. Acta Biol. Pakārts. 2018, 69., 97.–109. [CrossRef]

126. Javed, R.; Muhameds, A.; Yücesan, B.; Gīrels, E.; Kausar, R.; Zia, M. CuO Nanodaļiņas būtiski ietekmē in vitro kultūru, steviola glikozīdus un Stevia rebaudiana Bertoni antioksidantu aktivitātes. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2017, 131, 611–620. [CrossRef]

127. Zigoneanu, IG; Astete, CE; Sabliov, CM Nanodaļiņas ar iesprostotu tokoferolu: sintēze, raksturojums un kontrolēta izdalīšanās. Nanotechnology 2008, 19, 105606. [CrossRef] [PubMed]

128. Kroļicka, A.; Lojkovska, E.; Staņiševska, I.; Malinskis, E.; Szafranek, J. Sekundāro metabolītu identificēšana Ammi Majus in vitro kultūrā, kas apstrādāta ar Elicitors. IV Starptautiskā simpozija par in vitro kultūru un dārzkopības selekciju, Tampere, Somija, 2000. gada 2.–7. jūlijs; 255.–258.lpp.

130. Fazals, H.; Abasi, BH; Ahmads, N.; Ali, M.; Šudžaits Ali, S.; Kāns, A.; Wei, D.‑Q. Ilgtspējīga biomasas un rūpnieciski svarīgu sekundāro metabolītu ražošana sudraba un zelta nanodaļiņu izraisītās pašdvesināšanas (Prunella Vulgaris L.) šūnu kultūrās. Artif. Šūnas Nanomedicīna Biotehnoloģija. 2019, 47, 2553–2561. [CrossRef] [PubMed]

130. Jans, K.; Hu, Z.; iedegums, RX; Wu, J. Diterpenoid tanshinones efektīva ražošana un atgūšana Salvia Miltiorrhiza matu sakņu kultūrās ar in situ adsorbciju, izvilkšanu un daļēji nepārtrauktu darbību. J. Biotechnol. 2005, 119, 416–424. [CrossRef]

131. Šakerans, Z.; Keyhanfar, M.; Ganadietis, M. Datura Metel matu sakņu kultūru skopolamīna ražošanas biotiskā izdalīšana. Mol. Biol. Res. Commun. 2017, 6, 169.

132. Lū, M.; Vongs, H.; Teng, W. Izvilināšanas ietekme uz saponīna ražošanu Panax Ginseng šūnu kultūrā. Plant Cell Rep. 2001, 20, 674–677. [CrossRef]

133. Šams-Ardakani, M.; Hemmati, S.; Mohagheghzadeh, A. Elicitoru ietekme uz podofilotoksīna biosintēzes uzlabošanu lina albuma suspensijas kultūrās. DARU J. Pharm. Sci. 2005, 13, 56–60.

134. Palazon, J.; Kusido, RM; Bonfils, M.; Mallols, A.; Moyano, E.; Morales, C.; Piñol, MT Dažādu Panax žeņšeņa transformētu sakņu fenotipu izcelšana, lai uzlabotu ginsenosīda ražošanu. Augu fiziol. Biochem. 2003, 41, 1019–1025. [CrossRef]

135. Mērtijs, HN; Lī, E.-J.; Paeks, K.-Y. Sekundāro metabolītu ražošana no šūnu un orgānu kultūrām: stratēģijas un pieejas biomasas uzlabošanai un metabolītu uzkrāšanai. Augu šūnu audu orgānu kults. PCTOC 2014, 118, 1.–16. [CrossRef]

136. Javid, A.; Gampe, N.; Gelana, F.; György, Z. Rosavins uzkrāšanās veicināšana Rhodiola Rosea L. Augi, kas audzēti in vitro ar prekursoru barošanu. Agronomija 2021, 11, 2531. [CrossRef]

137. Ahmadians Čašmi, N.; Šarifi, M.; Behmanesh, M. Lignan Enhancement in Hairy Root Cultures of Linum Album, izmantojot koniferaldehīdu un metilēndioksikanēļskābi. Sagatavošanās Biochem. Biotehnoloģija. 2016, 46, 454–460. [CrossRef]

138. Karpinens, K.; Hokanens, J.; Tolonens, A.; Mattila, S.; Hohtola, A. Hiperforīna un adhiperforīna biosintēze no aminoskābju prekursoriem Hypericum Perforatum dzinumu kultūrās. Fitoķīmija 2007, 68, 1038–1045. [CrossRef]

139. Jeong, C.-S.; Mērtijs, HN; Hāns, E.-J.; Paeks, K.-Y. Uzlabota ginsenosīdu ražošana žeņšeņa suspensijas kultūrās, izmantojot vidēja papildināšanas stratēģiju. J. Biosci. Bioeng. 2008, 105, 288–291. [CrossRef]

140. Wu, C.-H.; Mērtijs, HN; Hāns, E.-J.; Paeks, K.-Y. Uzlabota kofeīnskābes atvasinājumu ražošana Echinacea Purpurea suspensijas kultūrās, izmantojot vidēja papildināšanas stratēģiju. Arch. Pharm. Res. 2007, 30, 945–949. [CrossRef]

141. Van, C.; Vū, Dž.; Mei, X. Uzlabota taksola ražošana un izdalīšanās Taxus Chinensis šūnu suspensijas kultūrās ar atlasītiem organiskiem šķīdinātājiem un saharozes barošanu. Biotehnoloģija. Prog. 2001, 17, 89–94. [CrossRef]

142. Jadavs, D.; Tanvērs, A.; Malvija, N.; Yadav, S. Bioinženierijas pārskats un principi: Omics tehnoloģiju virzītāji. Omikas tehnoloģijās un bioinženierijā; Elsevier: Amsterdama, Nīderlande, 2018; 3.–23.lpp.

143. Gonçalves, S.; Romano, A. Augu sekundāro metabolītu ražošana, izmantojot biotehnoloģiskos instrumentus. Otrkārt. Metab.-Sources Appl. 2018, 5, 81–99.

144. Vaskess, SM; Abascal, GGW; Leal, CE; Cardineau, GA; Lara, SG Metabolisma inženierijas pielietojums, lai uzlabotu alkaloīdu saturu ārstniecības augos. Metab. Inž. Commun. 2022, 14, e00194. [CrossRef] [PubMed]

145. Verpoorte, R.; Kontins, A.; Memelink, J. Biotehnoloģija augu sekundāro metabolītu ražošanai. Phytochem. Rev. 2002, 1, 13–25. [CrossRef]

146. Oksmans-Kaldentejs, K.-M.; Arroo, R. Tropāna alkaloīdu metabolisma regulēšana augos un augu šūnu kultūrās. Augu sekundārā metabolisma metabolisma inženierijā; Springer: Berlīne/Heidelberga, Vācija, 2000; 253.–281.lpp.

147. Zhong, J.-J. Augu šūnu kultūra paklitaksela un citu taksānu ražošanai. J. Biosci. Bioeng. 2002, 94, 591–599. [CrossRef] [PubMed]

148. Singhs, B.; Sharma, RA Sekundārie ārstniecības augu metabolīti, 4 sējumu komplekts: Etnofarmakoloģiskās īpašības, bioloģiskā aktivitāte un ražošanas stratēģijas; John Wiley & Sons: Hoboken, Ņūdžersija, ASV, 2020; ISBN 3-527-34732-1.

149. Galihs, PR; Esyanti, RR Imobilizācijas ietekme uz šūnu augšanu un alkaloīdu saturu Eurycoma Longifolia Jack šūnu agregātu kultūrā. Int J Chem Env. Biol Sci 2014, 2, 90–93.

150. Džans, P.; Džou, V.; Van, P.; Van, L.; Tang, M. Hitozanāzes ražošanas uzlabošana ar Gongronella Sp. šūnu imobilizāciju. JG. Braz. J. Microbiol. 2013, 44, 189–195. [CrossRef] [PubMed]

151. Premjet, D.; Tachibana, S. Podofilotoksīna ražošana ar Juniperus Chinensis imobilizētām šūnu kultūrām. Pak. J Biol Sci 2004, 7, 1130–1134.

152. Vanisrī, M.; Lī, C.-Y.; Lo, S.-F.; Nalavade, SM; Lin, CY; Tsay, H.-S. Pētījumi par dažu svarīgu sekundāro metabolītu ražošanu no ārstniecības augiem, izmantojot augu audu kultūras. Bot Bull Acad Sin 2004, 45, 1–22.

153. Husains, MS; Farīds, S.; Ansari, S.; Rahman, MA; Ahmads, IZ; Saeed, M. Pašreizējās pieejas sekundāro augu metabolītu ražošanai. J. Pharm. Bioallied Sci. 2012, 4, 10. [CrossRef]

154. Maliks, S.; Hoseins Mirjalili, M.; Fett-Neto, AG; Mazafera, P.; Bonfils, M. Dzīvošana starp divām pasaulēm: divu fāžu kultūras sistēmas augu sekundāro metabolītu ražošanai. Krit. Rev. Biotechnol. 2013, 33, 1.–22. [CrossRef]

155. Lī-Parsons, CW; Shuler, ML Ajmalicīna pievienošanas un sveķu pievienošanas laika ietekme uz indola alkaloīdu ražošanu no Catharanthus Roseus šūnu kultūrām. Biotehnoloģija. Bioeng. 2002, 79, 408–415. [CrossRef]

156. Komaraja, P.; Ramakrišna, S.; Reddanna, P.; Kishor, PK Uzlabota plumbagīna ražošana Plumbago Rosea imobilizētajās šūnās, izmantojot izvilcināšanu un in situ adsorbciju. J. Biotechnol. 2003, 101., 181.–187. [CrossRef]

157. Klvana, M.; Legros, R.; Jolicoeur, M. In situ, ekstrakcijas stratēģija ietekmē benzofenantridīna alkaloīdu ražošanas plūsmas Eschscholtzia Californica suspensijas kultūrās. Biotehnoloģija. Bioeng. 2005, 89, 280–289. [CrossRef] [PubMed]

158. Gao, M.-B.; Džans, V.; Ruan, C. Ievērojami uzlabota taksonunnanīna C ražošana Taxus Chinensis šūnu suspensijas kultūrās, izmantojot atkārtotas ierosināšanas procesa pastiprināšanu, saharozes barošanu un adsorbciju in situ. Pasaules J. Microbiol. Biotehnoloģija. 2011, 27, 2271–2279. [CrossRef]

159. Chiang, L.; Abdullah, MA Uzlabota antrahinonu ražošana no ar adsorbentiem apstrādātām Morinda Elliptica šūnu suspensijas kultūrām ražošanas vides stratēģijā. Process Biochem. 2007, 42, 757–763. [CrossRef]

Atruna/izdevēja piezīme:Visās publikācijās ietvertie paziņojumi, viedokļi un dati ir tikai un vienīgi katra(-u) autora(-u) un līdzstrādnieka(-u), nevis MDPI un/vai redaktora(-u) paziņojumi, viedokļi un dati. MDPI un/vai redaktors(-i) atsakās no atbildības par jebkādiem ievainojumiem cilvēkiem vai īpašumam, kas radies saturā minēto ideju, metožu, instrukciju vai produktu dēļ.

【Lai iegūtu plašāku informāciju:george.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】