Kontaktpersona: Odrija Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-pasts:audrey.hu@wecistanche.com

Abstract:Pieaugošās bažas par vispārējo veselību veicina dabisko sastāvdaļu globālo tirgu ne tikai pārtikas rūpniecībā, bet arī kosmētikas jomā. Šajā pētījumā tika veikts trīs Islandes ūdens ekstraktu iespējamo kosmētisko lietojumu skrīningsjūraszālesTika veikta impulsu elektrisko lauku (PEF) radītā s. PEF ražotie ekstrakti no Ulva lactuca, Alaria esculenta un Palmaria palmata tika salīdzināti ar tradicionālo karstā ūdens ekstrakciju polifenolu, flavonoīdu un ogļhidrātu satura ziņā. Turklāt,antioksidantsīpašības un fermentatīvās inhibējošās aktivitātes tika novērtētas, izmantojot in vitro testus. PEF uzrādīja līdzīgus rezultātus kā tradicionālajai metodei, uzrādot vairākas priekšrocības, piemēram, tās netermisko raksturu un īsāku ekstrakcijas laiku. No trim Islandes sugām Alaria esculenta uzrādīja augstāko fenola (vidējā vērtība 8869,7 µg GAE/g dw) un flavonoīdu (vidējā vērtība) saturu. vērtība 12 098,7 µg QE/g dw) savienojumi, kas arī uzrāda visaugstākoantioksidantsjaudas. Turklāt Alaria esculenta ekstraktiem bija lieliskas anti-enzīmu aktivitātes (76,9, 72,8, 93.0 un 100 procenti attiecībā uz kolagenāzi, elastāzi,tirozināzeun hialuronidāze) to izmantošanai ādas balināšanas un pretnovecošanās produktos. Tādējādi mūsu sākotnējais pētījums liecina, ka PEF ražotie Islandes Alaria esculenta ekstrakti varētu tikt izmantoti kā potenciālās sastāvdaļas dabiskās kosmētikas un kosmētikas preparātos.

Atslēgvārdi:makroaļģes; Ulva lactuca; Alaria esculenta; Palmaria palma; Ekstrakcija ar PEF palīdzību; bioloģiski aktīvi savienojumi; zaļā ekstrakcija; dabīgas sastāvdaļas; kosmētiskie līdzekļi

cistanche ir balinošas dabīgas sastāvdaļas

1. Ievads

Pēdējos gados pieprasījums pēc jauniem bioaktīviem savienojumiem ar potenciāliem ieguvumiem veselībai ir ievērojami palielinājies. Daudzas pētniecības grupas ir likušas uzsvaru uz pētījumiem par jūras organismiem, piemēram, makroaļģēm, lai atrastu jaunus un ilgtspējīgus dabisko savienojumu avotus izmantošanai lauksaimniecības pārtikas rūpniecībā, farmakoloģijā, pārtikā un pēdējā laikā arī kosmētikas jomā [1,2] . Makroaļģes ir liela un neviendabīga fotosintētisko organismu grupa, kam raksturīga milzīga bioloģiskā daudzveidība un sarežģīts bioķīmiskais sastāvs. Pēc to ķīmiskās struktūras un pigmenta satura makroaļģes var iedalīt trīs līnijās, tostarp brūnaļģēs (Phaeophyceae), sarkanajās (Rhodophyta) un zaļajās (Viridiplantae). Aļģu savienojumi tiek uzglabāti šūnu citoplazmā vai saistīti ar šūnu membrānām; tādējādi šūnu izjaukšana ir ļoti svarīga aļģu biomasas valorizācijai. Turklāt šūnu sieniņu sastāvs ir ļoti mainīgs starp aļģu sugām, sākot no sīkām membrānām līdz daudzslāņu sarežģītām struktūrām, padarot aļģu produktu atgūšanu par izaicinājumu [3]. Kopumā jūraszāles ir lieliski polisaharīdu, olbaltumvielu, lipīdu un dažādu sekundāro metabolītu, piemēram, fenola savienojumu, terpenoīdu, karotinoīdu, pigmentu un slāpekļa atvasinājumu avoti [4–6]. Lai gan primārajiem metabolītiem ir izšķiroša nozīme, jaunākie dati liecina, ka sekundāro metabolītu saturs nosaka bioloģisko aktivitāti.jūraszālesizraksti [7].

Pieaugošās bažas par vispārējo veselību un labsajūtu, kā arī izpratne par kaitīgām ķīmiskām vielām ikdienas produktos, veicina dabisko un organisko sastāvdaļu globālo tirgu [8]. Pēdējo gadu laikā patērētāju apziņa par priekšroku dodot dabīgām sastāvdaļām un videi draudzīgiem produktiem ir paplašinājusies no pārtikas rūpniecības līdz kosmētikas un personīgās higiēnas nozarei [9]. Turklāt pašreizējā globālās sasilšanas un ekoloģisko problēmu kontekstā ir palielinājusies sabiedrības informētība par vides jautājumiem. Ņemot vērā šīs pašreizējās bažas, patērētāji ir pievērsuši savas intereses videi draudzīgiem, veselīgiem un ķīmiskiem produktiem brīviem produktiem. Rezultātā kosmētikas rūpniecība pašlaik aizstāj toksiskas ķīmiskas vielas un kaitīgas sastāvdaļas ar jauniem un dabīgiem augstvērtīgiem savienojumiem, lai ražotu "ķīmiski tīrus" skaistumkopšanas produktus [10].

Kosmētika tradicionāli tiek definēta kā produkti, kas lietojami cilvēka ķermenī, lai attīrītu, izdaiļotu vai veicinātu pievilcību, neietekmējot ķermeņa struktūru vai funkcijas. Tomēr jaunās tendences un nesenās patērētāju prasības ir veicinājušas jaunu produktu izstrādi, kas nodrošina vairākas priekšrocības ar minimālu piepūli. Termins kosmētika tagad bieži tiek lietots, lai aprakstītu kosmētikas produktus ar bioloģiski aktīvām sastāvdaļām, kas apgalvo, ka tiem piemīt medicīniskas vai zālēm līdzīgas priekšrocības [11]. Kosmētikas līdzekļi parasti satur funkcionālas sastāvdaļas, piemēram, vitamīnus, fitoķīmiskas vielas, fermentus,antioksidantiun/vai ēteriskās eļļas [12]. Tā kā makroaļģēs ir atrasts plašs šo bioaktīvo savienojumu klāsts, tiek pētīti jaunijūraszāless un no jūras aļģēm iegūtie ekstrakti ir izrādījušies daudzsološa kosmētikas un kosmētikas pētījumu joma [13,14].

Vairāki sekundāri metabolīti, kas iegūti nojūraszālesir pazīstami ar savu vērtīgo, veselībai labvēlīgo ietekmi uz ādu, piemēram, aizsargājošu, mitrinošu,antioksidants,pretiekaisuma un reģeneratīvas īpašības [15]. Balstoties uz šo labvēlīgo ietekmi, aļģes tiek iekļautas kosmētiskajos produktos, piemēram, sauļošanās līdzekļos, pretnovecošanās produktos, kā arī hiperpigmentācijas profilaksei, savukārt polisaharīdi tiek izmantoti ādas mitrināšanai un sausuma novēršanai [16]. Novecošanas laikā ekstracelulārās matricas olbaltumvielas ir jutīgas pret pārmērīgu proteolītisko enzīmu, piemēram, kolagenāžu un elastāžu, aktivitāti, izraisot redzamas izmaiņas ādā, piemēram, grumbas vai ādas elastības zudumu. Daudzsološa pieeja ādas ārējās novecošanās novēršanai ir kolagēna un elastāzes aktivitāšu kavēšana ar dabīgiem savienojumiem. Augu ekstrakti ir plaši pētīti un konstatēti, ka tiem piemīt anti-kolagenāzes un anti-elastāzes aktivitātes [17]. Tomēr ir maz informācijas par jūras aļģu ekstraktu inhibējošo enzīmu aktivitāti.

Visbiežāk izmantotās ekstrakcijas metodes bioaktīvo vielu izdalīšanai no jūraszālēm ir balstītas uz tradicionālajām metodēm. Tomēr tradicionālo metožu izmantošanai ir vairāki trūkumi, piemēram, liela organisko šķīdinātāju daudzuma izmantošana, ilgāks ekstrakcijas laiks, augsta temperatūra, selektivitātes problēmas, augstas enerģijas prasības un nemērķtiecīgu vai traucējošu savienojumu koekstrakcija [18]. Līdz ar to jaunas ekstrakcijas metodes, kuru pamatā ir zaļās ķīmijas principi, ir potenciāli ieinteresētas [19].

Impulsu elektriskais lauks (PEF) ir jauna, netermiska un energoefektīva pārtikas pārstrādes tehnoloģija [20]. PEF ietver elektriskā lauka impulsu pielietošanu, parasti ar augstu spriegumu (kV diapazons) un īsu laiku (mikro vai nanosekundes) produktam, kas novietots starp diviem elektrodiem [21]. Elektrisko impulsu pielietošana rada atgriezenisku vai neatgriezenisku poru veidošanos šūnu membrānās, kas definētas kā elektroporācija vai elektrocaurlaidība, kas līdz ar to veicina ātru šķīdinātāju difūziju un intracelulāro savienojumu masas pārneses uzlabošanos [22]. Nesenie pieteikumi ir vērsti uz impulsu elektriskās enerģijas izmantošanu kā ekstrakcijas metodi (PEF atbalstīta ekstrakcija) no bio-, pārtikas un lauksaimniecības produktiem [23]. Ar PEF apstrādi ir iespējams iegūt ekstraktus ar augstāku tīrību, palielināt bioaktīvo savienojumu, piemēram, polifenolu, karotinoīdu vai antocianīnu, ekstrakcijas ātrumu, kā arī novērst organisko šķīdinātāju izmantošanu un saīsināt ekstrakcijas laiku [24,25]. PEF apstrāde ir veiksmīgi izmantota vērtīgu savienojumu ekstrakcijai no dažādiem jūras avotiem, piemēram, aproteīniem [26–28], ogļhidrātiem [29,30], lipīdiem [31,32] un pigmentiem, piemēram, karotinoīdiem, hlorofiliem vai fikocianīniem [22,33]. ,34] no mikroaļģēm un jūraszālēm.

Tādējādi šī pētījuma galvenais mērķis bija novērtēt PEF ekstraktu iespējamos kosmētikas pielietojumus no trim Islandē augošām makroaļģu sugām: U. lactuca (zaļās makroaļģes), A. esculenta (brūnās makroaļģes) un P. palmata (sarkanās makroaļģes). . Cenšoties izstrādāt organiskas un dabiskas sastāvdaļas zaļajiem preparātiem, PEF atbalstītā ekstrakcija tika ierosināta kā videi draudzīga alternatīva tradicionālajai organiskajai šķīdinātāja tekstam. Pēc ekstrakcijas procesa ūdensjūraszālesekstrakti tika raksturoti pēc polifenolu, flavonoīdu un ogļhidrātu satura. Turklāt,antioksidantsīpašības un enzīmu inhibējošās aktivitātes tika novērtētas, izmantojot in vitro aktivitātes testus. Šeit sniegtie rezultāti nodrošinās pamatu, lai uzlabotu izpratni par brūnajām, sarkanajām un zaļajām makroaļģēm, lai ražotu aktīvās sastāvdaļas novatoriskām kosmētikas līdzekļos, kas satur bioloģiski aktīvus savienojumus, kas izolēti no dabiskiem un ilgtspējīgiem avotiem.

2. Rezultāti un diskusija

2.1. Ekstrakcija ar PEF palīdzību Islandes jūras aļģu biomasas apstrādei

Rezultāti liecina, ka elektrovadītspēja bija visaugstākā suspensijā, kas pagatavota no A. esculenta, kam sekoja P. palmata un U. lactuca (p < {{0}},05)="" (1.="" tabula).="" tomēr="" ārstēšanas="" veida="" ietekme="" netika="" identificēta="" kā="" nozīmīga="" (p=""> 0,05). Elektriskās vadītspējas mērījumus ir veiksmīgi izmantojuši citi autori, lai novērtētu PEFārstēšanas efektivitāti bioloģiskajos audos intracelulāro jonu vielu izdalīšanai palielinātas šūnu membrānas caurlaidības rezultātā [35–37].

Mūsu pētījumā rezultāti neliecināja par spēcīgāku šo vielu izdalīšanos no PEF, jo ekstrakcijas apstrādes izraisītās vadītspējas izmaiņas parasti bija visaugstākās HW suspensijā. Iepriekšējos pētījumos ir secināts, ka ārpusšūnu barotnes sākotnējā vadītspēja ietekmē elektroporācijas efektivitāti, taču trūkst vienošanās par to, vai starp šiem diviem faktoriem ir pozitīva vai negatīva saikne [38]. Materiāla vadītspējas un raksturlielumu izmaiņas var padarīt salīdzinājumu sarežģītu. Mūsu pētījumā bija liela atšķirība starp A. esculenta suspensiju un pārējām divām sugām vadītspēju, kas neatspoguļojās vadītspējas izmaiņu pakāpē ekstrakcijas apstrādes laikā. Ir norādīts, ka pelnu saturs brūnajās jūraszālēs var veidot vairāk nekā 50 procentus no to sausnas masas [39], kas lielākoties sastāv no joniem, kas daļēji var izskaidrot augsto vadītspēju A. esculenta suspensijā salīdzinājumā ar pārējām divām sugām.

Rezultāti liecina, ka pH līmenis U. lactuca suspensijā bija zemāks nekā abām pārējām sugām, taču netika novērota skaidra ekstrakcijas veida ietekme. Temperatūra tika paaugstināta no 22 ± 1 ◦ C pirms apstrādes līdz 95 ◦ C ar HW (visām sugām) līdz 36.0 ± 1.0 ◦ C, 46,3 ± 0. 6 ◦C un 51.{12}} ± 1◦C pēc PEF, A. esculenta, P. palmata un U. lactuca suspensijām. Tāda pati tendence tika novērota grupām, kas tika ārstētas ar PEF, kuras pēc tam tālāk karsēja ar HW. Temperatūras paaugstināšanos izraisīja elektriskās enerģijas pārvēršana siltumenerģijā (omiskā sildīšana) suspensijā PEF apstrādes laikā. Zināms, ka temperatūras paaugstināšanās līmenis ir proporcionāls pielietotajai strāvai, bet apgriezti proporcionāls vadītspējai. Tas varētu izskaidrot, kāpēc P. palma unU. lactuca PEF apstrādes laikā sasniedza augstāku temperatūru, lai gan tiem ir zemāka vadītspēja nekā A. esculenta.

2.2. Islandes jūras aļģu ekstraktu UV-VIS absorbcijas spektri

Pētītās jūraszāles atšķiras pēc spektrālajiem profiliem (1. attēls), kas liecina, ka sastāvs un UV absorbcijas potenciāls dažādās sugās atšķiras. Tomēr ekstrakcijas tehnikas veids neuzrādīja ievērojamu ietekmi uz UV absorbcijas spektriem; jūras aļģu ekstrakti uzrādīja līdzīgus absorbcijas profilus neatkarīgi no ekstrakcijas metodes.

Zaļās aļģes U. lactuca UV absorbcijas spektri uzrādīja ievērojamu maksimumu UV-B diapazonā (280–320 nm) (1.a attēls), savukārt brūnās aļģes A. esculentas ekstrakti neuzrādīja skaidru absorbcijas zonas veidošanos (1.c attēls). ). Tomēr rezultāti liecināja par spēcīgāku absorbciju pie 220 nm A. esculenta ekstraktos, salīdzinot ar U. lactuca un P. palmata, kas, domājams, izriet no augsta fenola savienojumu satura A. esculenta (2. tabula). Absorbcijas maksimums šajā diapazonā ir saistīts ar saikni starp fenola savienojumiem un alginātiem. Tiek uzskatīts, ka šīs attiecības laika gaitā saglabā fenola savienojumu UV absorbcijas spēju [40].

Interesantāks atklājums bija tas, ka rezultāti, kas iegūti sarkano aļģu ekstraktiem, P. palma absorbēja daļu UV-A starojuma (320–400 nm). Ir zināms, ka sarkanās aļģes uzkrāj fotoaizsargājošus savienojumus ar ultravioletā starojuma absorbcijas spēju, piemēram, mikosporīnam līdzīgās aminoskābes (MAA), kas absorbējas šajā konkrētajā UV reģionā [41]. P. palmata izcēlās UV absorbcijas spektrā ar ievērojamām virsotnēm starp 320 un 340 nm saskaņā ar MAA klātbūtni, kas absorbē šajā diapazonā [42], piemēram, palitinolu (maksimālā absorbcija pie 332 nm), asterīna-330 (absorbcijas maksimums). 330 nm), porfīra-334 (absorbcijas maksimums pie 334 nm) un citi [43]. Tā kā ir zināmi ekstrakcijas apstākļi, piemēram, šķīdinātāja veids, kas ietekmē ekstrakcijas efektivitāti, šī pētījuma rezultāti tika salīdzināti ar iepriekšējiem pētījumiem par MAA ekstrakciju ar ūdeni no P. palmata. Šajos pētījumos absorbcijas maksimumi tika konstatēti pie 325 līdz 330 nm [44], tāpat kā šajā pētījumā. Tāpēc var pieņemt, ka pīķi, kas novēroti no 320 līdz 340 nm, var būt saistīti ar MAA klātbūtni.

Absorbcijas spektru atšķirības no 350 līdz 700 nm ir izskaidrojamas ar dažādu papildpigmentu klātbūtni attiecīgajās zaļo, brūno un sarkano makroaļģu, hlorofila-b (450–500 nm), fukoksantīna (400–500 nm) un fikoeritrīna fotosistēmās. (600–650 nm) [45]. Ūdenī šķīstošo savienojumu koncentrācijai ekstraktos bija spēcīgāka ietekme. Līdz ar to modelis, kas atspoguļo atšķirīgos pigmentus starp aļģu sugām, šajā pētījumā nebija redzams.

2.3. Kopējais fenola, flavonoīdu un ogļhidrātu saturs Islandes jūras aļģu ekstraktos

Kopējais fenola satursjūraszāless svārstījās no 1592 līdz 9368 µg GAE/g dw (2. tabula). Brūnaļģes A. esculenta uzrādīja vislielāko fenola savienojumu daudzumu (p < 0.05)="" (vidējā="" vērtība="" 8869,7="" µg="" gae/g="" dw),="" kam="" sekoja="" p.="" palmata="" (vidējā="" vērtība="" 1806,2="" µg).="" gae/g="" dw)="" un="" u.="" lactuca="" (vidējā="" vērtība="" 1750,7="" µg="" gae/g="" dw)="" (starp="" p.="" palmata="" un="" u.="" lactuca="" ekstraktiem="" nebija="" būtisku="" atšķirību)).="" katrai="" jūras="" aļģu="" sugai="" polifenolu="" saturs="" ekstrakcijas="" metodēs="" neatšķīrās,="" izņemot="" u.="" lactuca,="" kuras="" rezultāti="" liecināja,="" ka="" hw="" bija="" visefektīvākā="" metode="" (p="">< 0,05).="" tomēr="" ir="" jāuzsver="" pef="" priekšrocības,="" tostarp="" tā="" netermiskais="" raksturs,="" īsāks="" ekstrakcijas="" laiks="" (10 min="" pret="" 45 min)="" un="" zaļais="">

No trim aļģu grupām brūnās makroaļģes satur vairāk polifenolu nekā sarkanās un zaļās makroaļģes. Rezultāti saskanēja ar agrīnajiem pētījumiem [46,47], kuri ziņoja, ka brūnās (piem., A. esculenta un Saccharina latissma) aļģu sugām ir augstāks fenola saturs nekā sarkanajām (P. palmata) un zaļajām sugām (piemēram, U. lactuca). To atbalstīja arī citi autori [48], kuri secināja, ka vidējais polifenola saturs bija sugai raksturīgs (A. esculenta > S. latissma > P. palmata) un fenola saturs A. esculenta bija vairāk nekā trīs reizes lielāks nekā citās sugās. A. esculenta: 37 mgphloroglucinola ekvivalenti (PGE)/g dw; S. latissma: 8 mg PGE/g dw; P. palmata: 5 mgGAE/g dw). Turklāt tajā pašā pētījumā autori ziņoja, ka polifenolu saturs mainās atkarībā no sezonas, savukārt telpiskās atšķirības (aļģes tika novāktas Norvēģijā, Francijā un Islandē) uzrādīja nelielu efektu. Piemēram, Gager et al. (2020) atklāja, ka A. esculenta polifenolu satura sezonālās atšķirības būtiski ietekmēja vairāk nekā 300 mg GAE/g DW rudenī, salīdzinot ar zem 20 mg GAE/g DW iesūkšanās laikā. Florotanīni no septiņām brūnajām jūras aļģēm, kas komerciāli novāktas Bretaņā (Francijā), kas noteiktas ar 1H KMR un in vitro testiem: laika variācijas un potenciālā valorizācija kosmētikā. Mūsu paraugi tika savākti jūlijā (U. lactuca un A. esculenta) un novembrī (P. palmata). Roleda pētījumā [48] vidējais A. esculenta saturs no Tronheimas, Norvēģijā (nav savākts Īslandē) vasarā bija 40 mg PGE/g dw un P. palmata no Islandes, bet bija 4 mg GAE/g dw rudenī. Augstākās vērtības, par kurām ziņots, salīdzinot ar mūsu pētījumu, var izskaidrot ar izmantoto ekstrakcijas vidi (80:20 acetons: ūdens), kas, iespējams, radīs lielāku ekstrakcijas ražu. Augstāks polifenolu saturs tika konstatēts arī A. esculenta ekstraktiem, izmantojot etanola un ūdens maisījumu (50:50) ar ultraskaņu [49]. Tomēr, izmantojot to pašu ekstrakcijas vidi un klasisko ekstrakciju ar šķīdinātāju, tika ziņots, ka A. esculenta satur 44,1 mg GAE/100 g dw ūdens ekstraktu [50], kas ir salīdzinoši līdzīgs šajā pētījumā novērotajam.

Vidējais flavonoīdu saturs bija sugai raksturīgs (A. esculenta > U. lactuca > P. palmata; (p < 0.{{10}}5) (2. tabula). flavonoīdi tika novēroti A. esculenta ekstraktiem (vidējā vērtība 12098,7 µg QE/g dw), savukārt mazāks saturs tika konstatēts U. lactuca (vidējā vērtība 4152,4 µg QE/g dw), un minimālais saturs tika noteikts P. palmata ekstraktiem ( vidējā vērtība 905,8 µg QE/g dw). Līdzīgi kā kopējā fenola satura gadījumā ekstrakcijas tehnoloģija būtiski neietekmēja flavonoīdu saturu (p > 0,05), izņemot U. lactuca. Rezultāti parādīja, ka HW un abu metožu kombinācija (PEF plus HW) bija visefektīvākie paņēmieni flavonoīdu ekstrakcijai U. lactuca (p < 0,05).

Ir veikti daudzi pētījumi par flavonoīdu saturu sauszemes augos, bet flavonoīdu satura pētījumi ar aļģēm ir ierobežoti [51] un jo īpaši šajā darbā pētītajās sugās. Proti, Ummat et al. [49] ziņoja, ka ekstrakcija ar ultraskaņas palīdzību uzlaboja flavonoīdu atgūšanu visos 11jūraszāless izpētītas (tostarp A. esculenta), salīdzinot ar parasto šķīdinātāja ekstrakciju, izmantojot 50 procentu etanola maisījumu. Citā pētījumā flavonoīdus kvantitatīvi noteica četru Ulva sugu (Ulva clathrata, Ulva linza, Ulva flexuosa un Ulva intestinalis) metanola ekstraktos, kas audzēti dažādās Persijas līča ziemeļu krastu daļās Irānas dienvidos; flavonoīdu saturs aļģu ekstraktos svārstījās no 8 līdz 33 mg RE/g dw [52]. Tomēr iepriekšējie tās pašas pētniecības grupas pētījumi atklāja ievērojamas izmaiņas ķīmiskajās sastāvdaļās, mainoties gadalaikiem un vides apstākļiem [53]. Tādējādi ir nedaudz grūti iegūt pilnīgu pārskatu par šo bioaktīvo savienojumu bibliogrāfijujūraszāless dēļ pieejamo publicēto pētījumu trūkuma, kā arī flavonoīdu satura izmaiņu dēļ, ko ietekmējuši augšanas apstākļi un ģeogrāfiskā atrašanās vieta.

Mean carbohydrate content of produced extracts was also species-specific (P. palmata >U. lactuca > A. esculenta; p < 0.05)="" (2.="" tabula).="" atkarībā="" no="" aļģu="" sugas="" saturs="" svārstījās="" no="" 44,8="" līdz="" 510="" mg="" glue/gdw.="" jūras="" aļģes="" satur="" lielu="" daudzumu="" polisaharīdu="" ar="" svarīgām="" funkcijām="" makroaļģu="" šūnām,="" ieskaitot="" strukturālo="" atbalstu="" un="" enerģijas="" uzkrāšanu.="" piemēram,="" galveno="" sarkano="" un="" brūno="" jūraszāļu="" šūnu="" sieniņu="" daļu="" pārstāv="" sulfēti="" galaktāni,="" kas="" pazīstami="" kā="" agars,="" algināts="" un="" karagināns="" [54].="" vislielāko="" ogļhidrātu="" saturu="" uzrādīja="" sārņi="" p.="" palmata="" (vidējā="" vērtība="" 441="" mgglue/g="" dw).="" rezultāti="" saskanēja="" ar="" iepriekšējiem="" pētījumiem,="" kas="" ziņoja="" par="" visaugstāko="" polisaharīdu="" koncentrāciju="" palmaria="" sugās="" [55].="" turklāt="" mutripah="" et="" al.="" [56]="" aprakstīja="" kopējo="" p.="" palma="" ogļhidrātu="" saturu="" 469="" mg/g="" sausu="" jūras="" aļģu,="" kas="" ir="" salīdzinoši="" līdzīgs="" šajā="" pētījumā="">

Zaļās makroaļģes U. lactuca saturs bija līdz 249,5 mg GluE/g dw atkarībā no izmantotās ekstrakcijas tehnikas (2. tabula). Pamatojoties uz literatūru, U. lactuca ir ūdenī šķīstoša un nešķīstoša celuloze, kas atbilst strukturāliem polisaharīdiem ar galveno komponentu, ko sauc par ulvanu, kas veido no 9 līdz 36 procentiem biomasas sausnas [57]. Ulvan galvenokārt sastāv no sulfātās ramnozes, uronskābēm (glikuronskābes un iduronskābes) un ksilozes. Tā polārā rakstura dēļ ulvāna ūdens šķīdumu šķīdību uzlabo ekstrakcija augstā temperatūrā (80–90 ◦C) [58]. Ekstrakcijas temperatūra varētu būt iemesls, kāpēc kopējais ogļhidrātu saturs U. lactuca ekstraktos, kas iegūti ar tradicionālo karstā ūdens ekstrakciju un abu metožu kombināciju (PEF plus HW), bija augstāks (p < 0,05)="" nekā="" saturs,="" kas="" iegūts,="" izmantojot="" tikai="">

No otras puses, citi autori uzsver polisaharīdu satura sezonālo izmaiņu nozīmi. Piemēram, Schiener et al. apgalvo, ka identificē sezonālās izmaiņas un prognozē labākos brūnaļģu ražas laikus. A. esculenta sezonālā sastāva analīze parādīja, ka maksimālās ogļhidrātu vērtības sakrīt ar samazinātu olbaltumvielu, pelnu, polifenolu un mitruma koncentrāciju [39]. Pēc autoru domām, šīs attiecības, kas atšķiras atkarībā no gadalaikiem un sugām, var izmantot nozares, lai maksimāli palielinātu mērķa ražu.jūraszālessastāvdaļas.

2.4. Islandes jūras aļģu ekstraktu antioksidantu spējas

A. esculenta bija visspēcīgākā DPPH attīrīšanas aktivitāte starp trīs aļģu sugu neapstrādātiem ekstraktiem (p < {0}},05),="" un="" attīrīšanas="" efekts="" pārsniedz="" 90="" procentus="" (3.="" tabula).="" standarta="" šķīdumiem="" a.="" esculenta="" uzrādīja="" salīdzināmu="" attīrīšanas="" aktivitāti="" kā="" 100="" µg/ml="" askorbīnskābes="" (87,9="" procenti),="" gallskābes="" (91,0="" procenti)="" un="" -tokoferola="" (87,9="" procenti).="" mūsu="" rezultāti="" saskanēja="" ar="" jaunākajiem="" pētījumiem="" [50],="" kas="" arī="" ziņoja="" par="">antioksidantsA. esculenta ekstraktu aktivitāte. Pārsteidzoši, nav būtisku atšķirībuantioksidantsaktivitāte tika novērota starp dažādām pārbaudītajām ekstrakcijas metodēm (p > 0.05). Bija sagaidāms, ka PEF ekstraktiem būs labākas antioksidantu vērtības nekā ekstraktiem, kas iegūti ar tradicionālo karsto ekstrakciju, jo citi pētījumi ir parādījuši, ka zaļās metodes (piemēram, ekstrakcija ar mikroviļņu palīdzību vai fermentatīvā ekstrakcija) varētu efektīvi izvairīties no bioaktīvo savienojumu sadalīšanās, uzrādot augstāku antioksidantu aktivitāti [59]. ,60].

Spēja parjūraszālesTika pētīti arī ekstrakti dzelzs (Fe3 plus) reducēšanai uz dzelzs (Fe2 plus) jonu un spēja attīrīt radikālo ABTS, attiecīgi ar FRAP un ABTS metodi. FRAP rezultāti uzrādīja līdzīgas tendences kā DPPH, parādot, ka A. esculenta ir visspēcīgākā spēja samazināt dzelzs (Fe3 plus ) līdz dzelzs (Fe2 plus ) jonu starp trīs aļģu sugu neapstrādātiem ekstraktiem (p < 0.{{6}="" }5).="" tomēr="" abts="" tika="" konstatēta="" atšķirīga="" uzvedība.="" visu="" jūras="" aļģu="" ekstrakti="" uzrādīja="" līdzīgu="" spēju="" attīrīt="" radikālo="" abts="" (p=""> 0,05), norādot, ka šīs sugas, iespējams, satur dažus efektīvus savienojumus, kas ir atbildīgi par tā attīrīšanas aktivitāti.

Kopumā ir zināms, ka brūnās aļģes ir augstākasantioksidantspotenciāls salīdzinājumā ar sarkanajām un zaļajām ģimenēm [61]. Mūsu rezultāti arī parādīja, ka ūdens ekstrakti no A. esculenta uzrādīja efektīvas antioksidantu aktivitātes attiecībā uz brīvo radikāļu attīrīšanu un reducēšanas spēku, kas liecina, ka A. esculenta varētu būt dabisko antioksidantu resurss. Augstā antioksidanta aktivitāte, kas novērota A. esculenta ekstraktiem, varētu būt saistīta ar augsto fenola savienojumu saturu, kas noteikts brūno aļģu ekstraktos. Daudzos pētījumos,antioksidantsaļģu ekstraktu aktivitāte tiek attiecināta uz fenola savienojumiem, uzrādot pozitīvas korelācijas starp fenola saturu un attīrīšanas spēju, galvenokārt ar DPPH [62,63]. Līdzīgi korelācijas rezultāti tika atrasti pašreizējā pētījumā par A. esculenta ekstraktiem (skatīt labāku diskusiju sadaļā 2.6. Saistības starp ķīmiskajiem savienojumiem un bioaktīvām īpašībām).

2.5. Islandes jūras aļģu ekstrakta fermentatīvās inhibējošās aktivitātes

islandiešujūraszāless ekstraktiem bija pozitīva inhibējoša iedarbība uz visiem pārbaudītajiem fermentiem (4. tabula), paverot jaunas iespējas dabisko enzīmu inhibitoru izmantošanai no aļģu resursiem. Cik mums ir zināms, šī ir pirmā reize, kad islandiešu valodā tiek veiktas enzīmu inhibējošās aktivitātesjūraszālesPEF ražotie ekstrakti ir pārbaudīti.

2.5.1. Kolagenāzes inhibīcijas aktivitāte

A. esculenta ekstrakti uzrādīja pozitīvu kolagenāzes inhibīciju diapazonā no 68 līdz 91 procentiem, savukārt P. palmaria un U. lactuca ekstrakti uzrādīja nenozīmīgas inhibīcijas pret kolagenāzi (4. tabula). A. esculenta karstā ūdens ekstrakts uzrādīja 71,1 procentu kolagenāzes inhibīcijas aktivitāti, kas bija augstāka nekā epigallokatehīna-3-gallāta (EGCG) standarta šķīdums (63,2 %) un salīdzināma ar pozitīvo standartu, ko nodrošina komerciālais fermentu komplekts (74,9 %). konstatēja, ka A. esculenta ekstrakti, kas ražoti ar PEF, uzrādīja akolagenāzes inhibīciju par 91%, uzrādot pat lielāku aktivitāti nekā inhibitors, ko nodrošina komerciālais komplekts. Jāuzsver, ka šī aktivitāte tika novērota tikai PEF ražotajos ūdens ekstraktos, nevis PEF un HW kombinācijā. Šo uzvedību var izskaidrot ar iespēju, ka karstā ūdens process var negatīvi ietekmēt savienojumus, kas ir atbildīgi par kolagenāzes aktivitātes kavēšanu. Tomēr ir nepieciešami papildu pētījumi, lai izskaidrotu šos rezultātus neapstrādātu aļģu ekstraktu sarežģītības dēļ. Iepriekš minētā pētniecības grupa pašlaik strādā pie inhibējošo molekulu identificēšanas A. esculenta ekstraktos, lai labāk izprastu šo PEF radīto pozitīvo ietekmi.

Rezultāti par kolagenāzes inhibīciju ar A. esculenta ekstraktiem atbilst iepriekšējiem datiem, kuros A. esculenta tiek izmantota komerciālos ekstraktos, pateicoties tās novecošanās iedarbībai. Kolagēna degradācija notiek ar novecošanos kolagenāzes aktivitātes dēļ, kā rezultātā uz ādas veidojas grumbas. Kolagenāzes inhibīcija ar dabiski sastopamiem savienojumiem ir interesanta iespēja pretnovecošanas produktiem. Piemēram, SEPPIC, kosmētikas nozares sastāvdaļu piegādātājs, piedāvā lipofīlo ekstraktu A. esculenta (Kalparane® AD) [64].

2.5.2. Elastāzes inhibīcijas aktivitāte

Tikai neapstrādāti A. esculenta ekstrakti inhibēja elastāzi, uzrādot inhibīcijas aktivitātes, kas pārsniedz 70 procentus (4. tabula). Tomēr A. esculenta ekstraktu anti-elastāzes aktivitātes starp ekstrakcijas metodēm statistiski neatšķīrās (p > 0,05). Salīdzinot ar kvercetīna šķīdumiem, labi zināmu elastāzes inhibitoru, kas uzrādīja 100 procentu inhibīciju pie 1 mM un 58,7 procentus pie 0,5 mM, A. esculenta ekstraktu veiktspēja bija augsta.

Elastāze ir proteināzes enzīms, kas var samazināt elastīnu, laužot specifiskas peptīdu saites. Līdz ar to elastāzes aktivitātes kavēšanu dermas slānī var izmantot, lai saglabātu ādas elastību [65]. Daudzi augu ekstrakti ir identificēti kā elastāzes inhibitori [17]; tomēr ir veikti daži pētījumi par elastāzes inhibīciju no aļģu resursiem. Saskaņā ar literatūras datiem ir zināms, ka no augiem ekstrahētie polifenoli ir spēcīgi elastāzes un hialuronidāzes inhibitori [66]. Nesenā pētījumā ziņots, ka florotanīni, brūnaļģu tanīna veids, jūras brūnaļģu Eisenia bicyclis ekstrakti un brūnaļģu Ecklonia cava ekstrakti dod labumu ādai, ievērojami samazinot elastāzes aktivitāti [67]. Šajā pētījumā iegūtie A. esculenta ekstrakti parādīja augstākās TPC un TFC vērtības salīdzinājumā ar citām pētītajām sugām (4. tabula), tāpēc tas varētu būt iemesls, kāpēc P. palmaria un U. lactuca ūdens ekstrakti neuzrādīja anti-elastāzes aktivitātes. Lai apstiprinātu šo hipotēzi, tika veikta Pīrsona korelācijas analīze, kas liecināja, ka anti-enzīmu aktivitātes pozitīvi korelē ar fenola vielu saturu (skatīt tālāk 2.6. sadaļā. Ķīmisko savienojumu un bioaktīvo īpašību korelācijas).

2.5.3. Tirozināzes inhibīcijas aktivitāte

A. esculenta ekstrakti uzrādīja pozitīvu rezultātutirozināzeinhibīcija, kas lielāka par 90 procentiem visām izmantotajām ekstrakcijas metodēm, savukārt P. palmaria un U. lactuca ekstraktiem nebija tirozīnazi inhibējošas iedarbības (4. tabula). Tomēr A. esculenta ekstraktu antitirozināzes aktivitātes neatšķīrās (p < 0,05)="" ar="" ekstrakcijas="" metodēm.="" salīdzinot="" a.="" esculenta="" ekstraktu="" iedarbību="" ar="" pārbaudītajiem="" kvercetīna="" šķīdumiem,="" brūno="" aļģu="" neapstrādātajiem="" ekstraktiem="" bija="" labāka="" inhibējošā="" aktivitāte="" nekā="" šiem="" šķīdumiem="" (attiecīgi="" 88="" un="" 75="" procenti="" 0,5="" un="" 1="" mm="" kvercetīna="" šķīdumiem).="" pamatojoties="" uz="" literatūru,="" vairāki="" pētnieki="" ir="" ziņojuši="" par="" augu,="" baktēriju="" un="" sēnīšu="" antitirozināzes="" aktivitātēm="" [68].="" tomēr,="" lai="" gan="" dažādi="" pētījumi="" liecina,="" ka="" bioaktīvos="" savienojumus,="" kas="" iegūti="" no="" jūras="" aļģēm,="" ir="" labs="" potenciāls="" izmantot="" kā="" ādas="" balināšanas="" līdzekļus="" [13],="" šī="" joma="" joprojām="" ir="" neizpētīta,="" un="" ir="" veikti="" tikai="" daži="" pētījumi.="" lielākā="" daļa="" šajā="" jomā="" veikto="" pētījumu="" ir="" bijuši="" vērsti="" uz="" brūnajām="" aļģēm,="" piekrītot="" šī="" pētījuma="" rezultātiem,="" kurā="" a.="" esculenta="" ekstrakti="" uzrādīja="" vislabākās="" antitirozināzes="" aktivitātes.="" piemēram,="" floroglucinola="" atvasinājumi="" un="" florotanīni,="" parastie="" sekundārie="" metabolīti,="" kas="" atrodami="" brūnajās="" aļģēs,="" ir="" uzrādījuši="" inhibējošu="" aktivitāti="" pret="" tirozināzi,="" jo="" tie="" spēj="" helātus="" veidot="" varu="" [69].="" nesenā="" pētījumā="" brūno="" aļģu="" lessonia="" trabeculate="" ekstrakts,="" kas="" iegūts="" ar="" mikroviļņu="" palīdzību,="" inhibēja="" tirozināzes="" aktivitāti="" par="" 33,73="" procentiem="" [60].="" citā="" pētījumā="" brūno="" aļģu="" turbinaria="" conoides="" ekstrakts="" uzrādīja="" aktivitāti="">antioksidantsuntirozināzeinhibitors, tomēr šajā gadījumā kā šķīdinātājs tika izmantots etanols [70]. Būtiska korelācija starp polifenolu inhibējošo spēju, kas iegūti no augiem uz sēnēmtirozināzeir ziņots iepriekšējos pētījumos [68]. Tāpat šī pētījuma rezultāti liecina, ka inhibējošā aktivitāte pret tirozināzi pozitīvi korelēja ar flavonoīdu un fenola saturu (sk. 2.6. sadaļu. Ķīmisko savienojumu un bioaktīvo īpašību korelācijas).

Tirozināzei ir svarīga loma melanīna pigmenta biosintēzē ādā. Melanīns ir atbildīgs par aizsardzību pret kaitīgo ultravioleto starojumu, kas var izraisīt vairākus patoloģiskus stāvokļus [71]. Turklāt tas var radīt estētiskas problēmas, ja melanīns tiek uzkrāts kā hiperpigmentēti plankumi [72]. Tādējādi tirozīna inhibitoru iekļaušana kosmētikas līdzekļos var būt pievilcīga balinošo un/vai izgaismojošo efektu dēļ.

cistanche var inhibēt tirozināzi

2.5.4. Hialuronidāzes inhibīcijas darbība

Visijūraszālesekstraktiem bija ievērojami augsta antihialuronidāzes aktivitāte (4. tabula), kas uzrādīja salīdzināmus rezultātus ar tanīnskābes šķīdumiem (labi zināms hialuronidāzes inhibitors). Konkrēti, A. esculenta ekstrakti uzrādīja 100 procentus no inhibīcijas visām pārbaudītajām metodēm. Turklāt U. lactuca ekstrakti uzrādīja aktivitātes, kas pārsniedz 90 procentu inhibīcijas, kur PEF (96,8 procenti) un PEF plus HW (97,3 procenti) radīto ekstraktu inhibīcija bija augstāka nekā inhibīcija, ko rada tradicionālā karstā ūdens metode 93,4 procenti ) (p < 0,05).="" visi="" p.="" palmaria="" ekstrakti="" uzrādīja="" līdzīgas="" aktivitātes="" (p="">< 0,05),="" pef="" ražoto="" ekstraktu="" inhibīcija="" bija="" (91,9="" procenti)="" un="" pef="" plus="" hw="" (89,5="" procenti)="" un="" tradicionālās="" karstā="" ūdens="" metodes="" (91,8="" procenti)="">

Citi autori aprakstīja arī dažādu antihialuronidāzes aktivitātijūraszāless ekstrakti, īpaši ar florotanīniem bagātiem brūnaļģu ekstraktiem [73,74]. Tomēr, cik mums ir zināms, šī ir pirmā reize, kad tiek ziņots par PEF ražoto P. palmata un U. lactuca ekstraktu hialuronidāzi inhibējošām aktivitātēm.

Hialuronskābe ir galvenā dermas sastāvdaļa, kur tā ir iesaistīta audu atjaunošanā, novecojot, tā sadalās, izraisot grumbu veidošanos un ādas tvirtuma zudumu. Šajā ziņā hialuronidāzes inhibitori paaugstina hialuronskābes līmeni dermas ekstracelulārajā matricā, lai uzlabotu novecojošas sejas ādas izskatu [13]. Tāpēc šī pētījuma rezultāti varētu pavērt jaunas iespējas dabisko hialuronidāzes inhibitoru izmantošanai no aļģu resursiem, ko var izmantot kosmētikas līdzekļos.

Rezumējot, savāktie dati ļāva mums secināt, ka A. esculenta ekstraktiem kopumā bija labāka inhibējošā iedarbība nekā P. palmaria un U. lactuca attiecībā pret pārbaudītajiem fermentiem. Tādējādi, būdama perspektīvākā jūras aļģu suga ar izcilām anti-enzimātiskām aktivitātēm, un tāpēc tika izvēlēta turpmākiem pētījumiem mūsu laboratorijā. Lai gan šķiet, ka A. esculenta neapstrādāti ekstrakti ir labi kandidāti in vitro eksperimentos, ir jāveic papildu pētījumi, lai noskaidrotu par šo bioloģisko iedarbību atbildīgo metabolītu identitāti.

cistanche ekstrakts: antioksidācija

2.6. Ķīmisko savienojumu un bioaktīvo īpašību korelācijas

Galveno komponentu analīzes (PCA) rezultāti parādīja, ka galveno grupu atdalīšanu noteica PC1 un PC2, kas veidoja attiecīgi 71,9 procentus un 14,5 procentus no datu novirzes (2. attēls). A. esculenta ekstraktiem bija raksturīgs lielāks flavonoīdu un fenola savienojumu saturs, inhibējošā iedarbība uz enzīmiem (kolagenāze, tirozināze un elastāze) un DPPH un FRAP vērtības nekā citām sugām,P. palmata un U. lactuca. Savukārt A. esculenta bija mazāks ogļhidrātu saturs, īpaši salīdzinot ar P. palmata (kas atradās PC1 pretējā pusē). Datu atšķirības pa PC2 galvenokārt bija saistītas ar ABTS un hialuronidāzes inhibīciju. Kā liecina atrašanās vieta parauglaukumā, P. palmata bija spēcīgāka korelācija ar ABTS, turpretim U. lactuca bija vairāk saistīta ar hialuronidāzes inhibīciju, salīdzinot ar šīm divām sugām.

Augsta un nozīmīga pozitīva korelācija starp TPC, TFC, DPPH, FRAP un inhibējošo iedarbību uz kolagenāzi, elastāzi untirozināzetika parādīts ar Pīrsona korelācijas analīzi (5. tabula).

Tas bija saskaņā ar iepriekšējiem pētījumiem, ziņojot, ka fenola savienojumi (tostarp flavonoīdi) ir galvenie dažādu veidu antioksidantu aktivitātes veicinātāji.jūraszāles[75–77]. Brūno makroaļģu ekstraktu augstā antioksidanta aktivitāte ir saistīta ar noteiktu polifenolu grupu, florotanīnu un to unikālo molekulāro struktūru. Tiek ziņots, ka brūno aļģu florotāniem ir līdz astoņiem savstarpēji saistītiem fenolgredzeniem, kas darbojas kā elektronu slazdi [78, 79]. Bija paredzēts, ka ABT korelē ar TPC, citiemantioksidantsparametrus. Iespējamie iemesli varētu būt tas, ka metodes ir balstītas uz dažādiem reakcijas apstākļiem un ka reaģētspēja atšķiras gan laika, gan komponentu diapazona ziņā. Piemēram, ABTS reaģents reaģē ar plašāku diapazonuantioksidantsnekā DPPH radikālis [80]. No otras puses, viens no ABTS minētajiem ierobežojumiem ir ilgstoša reakcija un vispārējais reakcijas laiks, iespējams, neļaut sasniegt galapunktu.

Rezultāti liecina, ka pastāv augsta pozitīva TPC un TFC korelācija ar kolagenāzes, elastāzes un tirozināzes inhibējošo aktivitāti ({{0}}.93–0.99), savukārt saistība ar inhibīciju. hialuronidāzes koncentrācija nebija tik spēcīga (attiecīgi r=0,42 un 0,54). Tas norāda, ka citi komponenti varēja veicināt ekstraktu inhibējošo iedarbību. Citos pētījumos ir ziņots, ka polisaharīdiem ir hialuronidāzes inhibējoša aktivitāte, piemēram, algīnskābe brūnajās aļģēs [81,82]. Ir nepieciešami turpmāki pētījumi par makroaļģu sugu ķīmisko sastāvu attiecībā uz izolētu savienojumu ietekmi uz fermentu, lai novērtētu katra ķīmiskā komponenta ieguldījumu, jo šajā pētījumā galvenā uzmanība tika pievērsta neapstrādātiem ekstraktiem.

Rezultāti saskanēja ar iepriekšējiem pētījumiem, norādot, ka ekstraktu ķīmiskais sastāvs un bioaktivitātes līmenis ievērojami atšķiras starp trim ciltīm (sarkanajām, zaļajām un brūnajām aļģēm), un starp dažādām sugām, kas pieder vienai un tai pašai aļģēm, to ietekmē vecums un audi. veids. Turklāt sastāvs un īpašības ir atkarīgas no daudziem vides faktoriem, kas ietekmē makroaļģu izplatību un augšanu. Piemēram, gaisma (UV starojums), temperatūra, barības vielu pieejamība, gaisa iedarbība, ūdens kustība, viļņu iedarbība un sāļums. Temperatūra ir aprakstīta kā faktors, kam ir visspēcīgākā ietekme uz pigmenta veidošanos un barības vielu koncentrāciju, sāļumu un UV starojumu kā faktoriem, kas ietekmē TPC koncentrāciju [83].

Dažādu makroaļģu sugu izplatība mainās atkarībā no ūdens dziļuma. Pozīcijas, kas atrodas augstāk krastā plūdmaiņu vai piekrastes zonā, rada lielāku stresu, jo tur augošajām sugām ir jāiztur vairākas abiotisko faktoru izmaiņas plūdmaiņu izmaiņu dēļ. Piemēram, gaisa žāvēšanas efekts, liels saules starojums (paisuma laikā), sāļuma un temperatūras izmaiņas un zemas gaisa temperatūras apstākļos, ieskaitot sasalšanu. Zem ūdens atzīmes pieaugošais dziļums izraisa ļoti strauju gaismas intensitātes samazināšanos un mazāku starojuma iedarbību.

Aļģēm, kas aug plūdmaiņu diapazonā, ir mazāka jutība pret UV starojumu, un tās ātrāk atgūstas no saules stresa. Savukārt sublitorālajā zonā augošās aļģes ir jutīgākas pret UV starojumu un mazāk atgūstas no saules stresa [84]. Tajā pašā laikā ūdens stabs nodrošina aizsardzību. Šajā pētījumā saules gaismas iedarbība, iespējams, bija spēcīgāka P. palmata, salīdzinot ar citām sugām. Citi pētījumi ir parādījuši, ka MAA veidošanās ir tieši saistīta ar saules gaismu [85], aizsargājot organismus pret UV-A un UV-B starojumu. Turklāt tika parādīts, ka specifiskais MAA daudzums samazinājās, palielinoties savākšanas dziļumam. Ir zināms, ka brūnaļģes, piemēram, A. esculenta, aug augšējā sublitorālajā zonā, bet arī sniedzas zemākajā plūdmaiņā tieši virs apakšējās ūdenszīmes. Tas nozīmē, ka ūdens stabs nodrošināja spēcīgāku aizsardzību nekā P. palmata. Turklāt morfoloģiskās īpašības ir atšķirīgas, A. esculenta asmeņi ir biezāki, salīdzinot ar pārējām divām sugām. U. lactuca, kas aug galvenokārt plūdmaiņas un sublitorālā, spēj fotosintēzēt un augt ļoti zemā izstarojumā. Ir teikts, ka UVB gaismas iedarbība paātrina U fotosintēzes parametru atjaunošanos. lactuca no UVA gaismas negatīvās ietekmes. Tas ir mazāks, pēc struktūras vienkāršāks un īsāks (3 mēneši) nekā A. esculenta (5–7 gadi) un P. palmata, kurai katru gadu ir jaunaudze.

Rezumējot, var izdarīt pieņēmumus, ka galvenās atšķirības ekstraktu īpašībās ir aļģu sugu dzīves ilguma, morfoloģisko īpašību un augšanas apstākļu izmaiņām.

3. Materiāli un metodes

3.1. Materiāli

islandiešujūraszāless U. lactuca (zaļās aļģes), A. esculenta (brūnaļģes) un P. palmata (sarkanās aļģes) nodrošināja Islandes zilās gliemenes unJūras aļģes, kas ievāca jūraszāles Breidafjordurā (Rietumīslande). Pēc novākšanas jūraszāles tika žāvētas (līdz aptuveni 90 procentiem sausa materiāla), sasmalcinātas un piegādātas vakuuma iepakojumā. Paraugi līdz izmantošanai tika glabāti sausā un tumšā vietā istabas temperatūrā.

Tirozināzeno sēnēm, L-3, 4-dihidroksifenilalanīns (L-DOPA), elastāze no cūku aizkuņģa dziedzera, askorbīnskābe, N-sukcinil-Ala-Ala-Ala-p-nitroanilīds (AAAPVN), hialuronidāze no liellopu sēkliniekiem , kvercetīns, -tokoferols, miecskābe, 2,2-difenil-1-pikrilhidrazils (DPPH), 2,4,6-tripiridil-s-triazīns (TPTZ), trolox, folin-ciokalteu reaģents, gallskābe un kolagenāzes aktivitātes kolorimetriskā testa komplekts (MAK293) tika iegādāti no Sigma-Aldrich Co. (St. Louis, MO, ASV). Hialuronskābes nātrija sāls tika iegādāts no MakingCosmetics (Redmonda, Vašingtona, ASV). Visas pārējās izmantotās ķīmiskās vielas un reaģenti bija analītiskas kvalitātes un iegūti no VWR International, LLC. Ūdens šķīdumu ekstrakcijai un pagatavošanai tika izmantots dejonizēts ūdens (Elix® Essential, Merck, Darmštate, Vācija).

3.2. Eksperimentālais dizains

Īslandes jūras aļģu sugu (U. lactuca, A. esculenta, P. palmata) un ekstrakcijas apstrādes (karstā ūdens ekstrakcija (HW, 95 ◦C)), PEFassistētās ekstrakcijas (PEF) un abu kombinācijas ietekmes novērtēšanai tika izmantots faktoru projekts. metodes (PEF plus HW), par ekstrakta sastāvu un bioaktivitāti (6. tabula). Ekstrakcija tika veikta trīs eksemplāros katrai grupai, un katrs ekstrakta atkārtojums tika analizēts trīs eksemplāros.

3.3. Bioaktīvo vielu ekstrakcija no Islandes jūraszālēm

Makroaļģu biomasas izmantošana dažādos līmeņos ir motivējusi zinātniekus izpētīt videi draudzīgākas, efektīvākas un rentablākas ekstrakcijas metodes, kuru pamatā ir zaļās ekstrakcijas pieejas. Šajā darbā ekstrakcija ar PEF palīdzību tika novērtēta kā jauna zaļā metode funkcionālu ekstraktu iegūšanai, savukārt salīdzināšanai tika izmantota tradicionālā karstā ūdens ekstrakcija. Turklāt tika pētīta abu metožu kombinācijas, makroaļģu apstrāde ar PEF, kam seko tradicionālā karstā ūdens ekstrakcija, ietekme uz bioaktīvo reģenerāciju. Sakarā ar paredzamo elektroporāciju, kas rodas šūnu membrānās pēc fizikālās apstrādes, sekojošā ekstrakcija ar karstu ūdeni varētu vēl vairāk veicināt intracelulārā materiāla [86] izdalīšanos, palielinot ekstrakcijas ražu. Materiāliem ir nepieciešams laiks pēc apstrādes. lai izkliedētu no šūnām [87,88], un šajā eksperimentā suspensijas gaidīja nakti, līdz šķidrums (ekstrakts) atdalījās no mīkstuma.

Attiecībā uz ekstrakcijas vidi, lai ražotu, tika izmantots destilēts ūdensjūraszālesekstrakti, lai pārvarētu ierobežojumus attiecībā uz toksisko vielu un organisko šķīdinātāju lietošanu. Ūdens izrādījās labs šķīdinātājs vairāku bioaktīvu savienojumu ekstrakcijai nojūraszāless [46,89–91] un ir videi draudzīgs. Turklāt ūdeni parasti izmanto ieguvei ar PEF palīdzību, jo tas ir labs elektrības vadītājs.

3.3.1. Ekstrakcijas procedūras

Katram atkārtojumam katrā grupā,jūraszāless (15 g) tika mērcēti uz nakti istabas temperatūrā (22 ◦ C) dejonizētā ūdenī (300 ml). Pēc tam suspensiju apstrādāja ar PEF (PEF), karsēja (HW) vai gan ar PEF, gan karsēja (PEF plus HW). Suspensijas glabāja pa nakti ledusskapī, pēc tam filtrēja ar rupju (20 µm) filtrpapīru. Pēc tam filtrātus (ekstraktus) uzglabāja 4 ◦C temperatūrā līdz to analīzēm.

Ekstrakcija ar impulsu elektriskā lauka palīdzību tika veikta, izmantojot impulsu ģeneratoru, kas iebūvēts uzņēmumā. Tam bija FuGHCK-200-2000 kondensators (FuG Elektronik GmbH, Rozenheima, Vācija) un dzirksteļu sprauga (18,5 kV OG75, Perkin-Elmer Optoelectronics, GMBH, Vībādena, Vācija). PEF iekārta ģenerēja eksponenciālus samazināšanās impulsus ar platumu 0,96 µs un amplitūdu 18 kV. Tika izmantota organiskā stikla apstrādes kamera ar izmēriem (L × H × W) 20 × 8 × 2, 5 cm ar īsāko attālumu starp plākšņu elektrodiem, apstrādājot suspensijas ar 8 kV / cm elektrisko lauku pie 1, 2 Hz 10 minūtes.

HW ekstrakti tika sagatavoti, karsējot suspensiju vārglāzē termostatiskā ūdens vannā un turot 95 ◦ C temperatūrā 45 minūtes. Kombinētajam impulsa elektriskajam laukam un karsēšanas apstrādei suspensijas tika apstrādātas ar PEF un pēc tam ievietotas vārglāzē, karsētas ūdens vannā un turētas 95 ◦ C temperatūrā 45 minūtes.

3.3.2. Vadītspējas, pH un temperatūras mērījumi

Jūras aļģu suspensiju elektrovadītspēja un pH tika mērītas pēc mērcēšanas un pēc ekstrakcijas procedūrām istabas temperatūrā, izmantojot pH mērītāju (OrionStar™ A215 pH/Conductivity Benchtop Meter, Thermo Scientific, Waltham, MA, ASV), kas aprīkots ar vadītspējas sensoru un pH/ARC triodes kombinācijas elektrods. Turklāt tika reģistrētas temperatūras izmaiņas apstrādes dēļ.

3.4. Jūras aļģu ekstraktu spektrālie profili

Dažādu jūras aļģu ekstraktu UV-VIS absorbcijas spektri tika mērīti diapazonā no 200 līdz 450 nm, izmantojot dubultā stara Thermo Scientific Evolution 350 UV Vis spektrofotometru (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, ASV) ar 1 cm kvarca kivetēm. Katram jūras aļģu ekstraktam tika veiktas trīs skenēšanas.

3.5. Kopējā polifenola satura noteikšana

Kopējais fenola saturs (TPC)jūraszālesekstrakti tika noteikti, izmantojot Folin-Ciocalteu reaģentu pēc nedaudz modificētas metodes, ko aprakstīja Zhang [92], izmantojot Multiskan Sky Microplate spektrofotometru (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, ASV). Tilpums 20 µLjūraszālesekstrakts vai sērijas standarta šķīdums tika sajaukts ar 100 µL Folin-Ciocalteu reaģenta (10 procenti destilētā ūdenī). Pēc 5 minūtēm pievienoja 80 µL 7,5% (v/w) nātrija karbonāta šķīduma. Reakcijas maisījumu inkubēja istabas temperatūrā un tumsā 30 minūtes. Absorbcija tika mērīta pie viļņa garuma 760 nm. Destilēts ūdens tika izmantots kā tukšs. Lai noteiktu kopējo fenola saturu, tika izmantota gallskābes standarta līkne, kas izteikta kā µg gallskābes ekvivalenta (GAE) uz gramu sausas vielas (µg GAE/g dw).

3.6. Kopējā flavonoīdu satura noteikšana

Kopējais flavonoīdu saturs (TFC)jūraszālesekstrakti tika noteikti ar Kamtekar [93] aprakstīto metodi un pielāgoti 96-iedobju mikroplatēm. Īsumā, 25 µL jūras aļģu ekstrakta vai sērijas standarta šķīduma tilpums tika sajaukts ar 100 µL nātrija nitrīta (0,375 % w/v). Pēc 5 minūtēm maisījumam pievienoja 25 µL alumīnija hlorīda (3 % w/v) un inkubēja 6 minūtes istabas temperatūrā. Pēc tam maisījumam pievienoja 100 µL nātrija hidroksīda (2 % w/v) un samaisa. Tūlīt tika izmērīta absorbcija pie viļņa garuma 510 nm. Kā sagataves tika izmantots destilēts ūdens un etanols. Lai noteiktu kopējo fenola saturu, tika izmantota kvercetīna (izšķīdināta etanolā) standarta līkne, kas izteikta kā µg kvercetīna ekvivalenta (QE) uz gramu sausas vielas (µg QE/g dw).

3.7. Ogļhidrātu satura noteikšana

Brīvo cukuru saturs tika mērīts saskaņā ar metodi, kas aprakstīta [94], ar nelielām izmaiņām. 100 µL parauga vai standarta šķīduma tika pievienoti 50 µL fenola šķīduma (4 procenti) un 250 µL sērskābes (96 procenti). Pēc 10 minūšu inkubācijas istabas temperatūrā maisījuma absorbcija tika nolasīta pie 490 nm. Lai noteiktu kopējo ogļhidrātu saturu, tika izmantota glikozes standarta līkne, kas izteikta kā mg glikozes ekvivalenta (GluE) uz gramu sausas vielas (mg GluE/g dw).

3.8. Jūras aļģu ekstraktu antioksidanta īpašības

3.8.1. 2,2-difenil-1-pikrilhidrazila (DPPH) brīvo radikāļu attīrīšanas tests

Theantioksidantsaktivitāte (DPPH) nojūraszālesekstrakti tika noteikti pēc iepriekš aprakstītās metodoloģijas [94] ar dažām izmaiņām. Īsumā, 200 µLof 10,825 × 10–5 M DPPH šķīduma tika pievienoti 100 µL parauga (1:1 metanolā) 96- iedobes plāksnē. Tas pats tilpums DPPH tika sajaukts ar 50 µL standarta plus 50 µL metanola. Pēc tam paraugus un standartu inkubēja tumšā vietā istabas temperatūrā 30 minūtes. Absorbcija tika mērīta pie viļņa garuma 517 nm. Destilēts ūdens tika izmantots kā tukšs. Spēja notīrīt DPPH radikāli tika aprēķināta, izmantojot šādu vienādojumu:

Attīrīšanas efekts (procentos)=(1 – (Paraugs — Tukšais paraugs)/(A kontrole — Metanola tukšais paraugs)) × 100 (1)

kur Akontrole ir kontroles absorbcija (DPPH šķīdums bez parauga), A paraugs ir testa parauga absorbcija (DPPH šķīdums plus testa paraugs), A parauga tukšais paraugs ir tikai parauga absorbcija (paraugs bez DPPH šķīduma) unAmetanola tukšā parauga ir tikai metanola absorbcija. Komerciālsantioksidantss (askorbīnskābe, gallskābe un -tokoferols) tika izmantotas kā pozitīvas kontroles.

cistanche ir antioksidanti

3.8.2. Dzelzs jonu samazināšanas antioksidanta jaudas (FRAP) tests

FRAP aktivitāte tika mērīta saskaņā ar Benzie un Strain [95] metodi. Īsumā, acetāta buferšķīdums (300 mM, pH 3,6), 2,4, 6-tripiridil-s-triazīns (TPTZ) 10 mM 40 mM HCl un FeCl3·6H2O (20 mM) tika sajaukti attiecībā 10:1:1, lai iegūtu strādājošo FRAPreagent. Reakcijas maisījumu inkubēja 37 ◦C 10 minūtes. 50 µL paraugs no katra ekstrakta tika sajaukts ar 150 µL darba FRAP šķīduma 8 minūtes istabas temperatūrā. Krāsainā produkta dzelzs-TPTZ absorbcija tika mērīta pie viļņa garuma 593 nm. FRAP vērtības nojūraszāless ekstrakti tika izteikti kā µM troloksa ekvivalentu (TE) uz gramu sausa materiāla.

3.8.3. 2,2 azino-bis(3-etilbenzotiazolīna-6-sulfonskābe) (ABTS) tests

Analīze tika veikta, izmantojot ABTS atkrāsošanas protokolu [76] ar dažām modifikācijām. ABTS radikāļu katjons (ABTS. plus ) tika iegūts, reaģējot ABTS (66 mg) ar 10 ml kālija persulfāta šķīduma (2,45 mM). Pirms lietošanas maisījumu atstāja tumšā istabas temperatūrā 12–16 stundas. ABTS. plus šķīdums tika atšķaidīts ar ūdeni līdz absorbcijai 0,700 pie 734 nm. Reakcijas maisījumu (200 ul) pārnesa uz amikroplāksni, pievienoja 50 µL parauga un pēc tam 150 µL reaģenta šķīduma. Plāksne tika krata 10 sekundes vidējā ātrumā, un absorbcija tika mērīta pie 734 nm pēc 5 minūšu inkubācijas istabas temperatūrā. Standarta līkne tika sagatavota, attēlojot Trolox standartu A734 nm inhibīciju kā funkciju no to koncentrācijas. Troloksa ekvivalentsantioksidantsparaugu kapacitātes (TEAC) vērtība tika aprēķināta, izmantojot vienādojumu, kas iegūts no standarta līknes lineārās regresijas, kas aizvietotas ar A734nm vērtībām katram paraugam:

TEAC (µM)=(parauga inhibīcija A734nm — pārtveršana)/slīpums (2)

Theantioksidantsaktivitāte tika izteikta TEAC koncentrācijas izteiksmē, µmol/g saussvara aļģu.

3.9. Jūras aļģu ekstraktu anti-enzīmu iedarbība

3.9.1. Kolagenāzes inhibīcijas tests

Kolagenāzes aktivitātes kolorimetriskā testa komplekts (MAK293), kas iegādāts no Sigma Aldrich, tika izmantots, lai noteiktu kolagenāzes inhibīciju.jūraszālesekstrakti. Komplektā tika izmērīta kolagēna aktivitāte, izmantojot sintētisko peptīdu (FALGPA), kas atdarina kolagēna struktūru. Procedūra tika veikta saskaņā ar komplekta instrukcijām.

3.9.2. Elastāzes inhibīcijas tests

Elastāzes inhibīcijajūraszāless ekstrakti tika pētīti TRIS buferšķīdumā ar modificētu metodi, kā aprakstīts iepriekš [96]. Īsumā, 100 µL 0,1 M TRIS buferšķīduma (pH 8,0), 25 µL elastāzes (1 U/mL TRIS buferšķīdumā) un 25 µL parauga ekstrakti tika sajaukti un inkubēti 15 minūtes plkst. 30 C pirms substrāta pievienošanas, lai sāktu reakciju. Pēc inkubācijas laika pievienoja 50 µL 2 mM AAAPVN šķīduma. Pēc tam absorbcija pie 420 nm tika kontrolēta 20 minūtes, izmantojot mikroplašu lasītāju nemainīgā 30 C temperatūrā. Visbeidzot, elastāzes inhibīcija tika aprēķināta procentos, izmantojot vienādojumu:

procenti Inhibīcija=[(∆Abs/min kontrole − ∆Abs/min paraugs)/∆Abs/minkontrole] × 100 (3)

kur Abscontrol ir testa absorbcija, kurā inhibitora (parauga) vietā izmanto buferšķīdumu, un Abs paraugs ir parauga ekstraktu absorbcija. Kvercetīns tika izmantots kā pozitīva kontrole. TRIS buferis tika izmantots kā tukšs.

sekascistanche ekstrakts:pretnovecošanas

3.9.3. Tirozināzes inhibīcijas tests

Tirozināzeinhibējošais tests tika veikts saskaņā ar metodi, kas iepriekš aprakstīta [66], izmantojot L-DOPA kā substrātu. 20 µL parauga, 10 µL sēņutirozināzešķīdums (50 V/mL fosfāta buferšķīdumā) un 80 µL fosfāta buferšķīduma (pH=6,8) tika sajaukti mikroplāksnē un iepriekš inkubēti 37 ◦C temperatūrā 5 minūtes. Pēc tam tika pievienoti 90 µL L-DOPA (2 mg/ml). Dopahroma veidošanās tika nekavējoties uzraudzīta 20 minūtes pie 475 nm mikroplašu lasītājā nemainīgā 37 ◦C temperatūrā. Procentuālā inhibīcijatirozināzeenzīms tika aprēķināts, izmantojot vienādojumu:

procenti Inhibīcija=[(∆Abs/minkontrole − ∆Abs/min paraugs)/∆Abs/minkontrole] × 100 (4)

kur Abs kontrole ir testa absorbcija, kurā inhibitora (parauga) vietā izmanto buferšķīdumu, un Abs paraugs ir parauga ekstraktu absorbcija. Kvercetīns tika izmantots kā pozitīvā kontrole. Fosfāta buferšķīdums tika izmantots kā tukšs.

3.9.4. Hialuronidāzes inhibīcijas tests

Hialuronidāzes inhibējošā aktivitāte tika mērīta, kā iepriekš aprakstīja [66] ar dažām modifikācijām. Tilpums 100 µl -1-S tipa liellopu sēklinieku hialuronidāzes (2100 U/mL), kas izšķīdināts 0. 1 M acetāta buferšķīdums (pH 3,5) tika sajaukts ar 100 µL ekstrakta un inkubēts 37 ◦ C temperatūrā 20 minūtes. Reakcijas maisījumam tika pievienots 200 µL 6 mM kalcija hlorīda, un pēc tam maisījumu inkubēja 37 ◦ C temperatūrā 20 minūtes. Šo Ca2 plus aktivēto hialuronidāzi apstrādāja ar 250 µL nātrija hialuronāta (1,2 mg/ml), kas izšķīdināts 0,1 M acetāta buferšķīdumā (pH 3,5), un pēc tam inkubēja ūdens vannā 37 ◦ C temperatūrā 40 minūtes. Reakcijas maisījumam pievienoja 50 µL 0,9 M nātrija hidroksīda un 100 µL 0,2 M nātrija borāta un pēc tam inkubēja verdoša ūdens vannā 5 minūtes. Pēc atdzesēšanas līdz istabas temperatūrai reakcijas maisījumam pievienoja 250 µL ρ-dimetilaminobenzaldehīda (DAMB) šķīduma. DAMB šķīdumu sagatavoja, izšķīdinot 0,25 gof DAMB 21,88 ml 100% etiķskābes un 3,12 ml 10N sālsskābes. Kontroles grupa tika apstrādāta ar 100 µL 5% ūdens ekstrakta vietā. Absorbcija tika mērīta pie viļņa garuma 585 nm pēc 45 minūtēm. Enzīmu inhibīcijas procentuālais daudzums tika aprēķināts, izmantojot šādu vienādojumu:

procentuālā inhibīcija=[(Abscontrol — Abssample)/Abscontrol] × 100 (5)

kur Abs kontrole ir testa absorbcija, kurā inhibitora (parauga) vietā izmanto buferšķīdumu, un Abs paraugs ir parauga ekstraktu absorbcija. Tanīnskābi izmanto kā atsauces standartu.

3.10. Statistiskā analīze

Katra ekstrakta trīskāršās analīzes vidējais rādītājs tika aprēķināts un izmantots, lai atrastu katras grupas vidējās vērtības un standarta novirzes (n {0}}). Vispārējie lineārie modeļi (GLM) fiksētiem faktoriem tika izmantoti, lai novērtētu eksperimentālo faktoru (sugu un ekstrakcijas metožu) galveno ietekmi un divvirzienu mijiedarbību uz izmērītajiem mainīgajiem. Turklāt, lai noteiktu nozīmīgas (p < 0,05)="" atšķirības="" starp="" grupām,="" tika="" izmantots="" anova="" un="" tukey-kramer="" tests.="" pīrsona="" korelācija="" tika="" izmantota,="" lai="" novērtētu="" lineāro="" saistību="" starp="" mainīgajiem.="" galveno="" komponentu="" analīze="" (pca)="" tika="" izmantota,="" lai="" noteiktu="" struktūru="" attiecībās="" starp="" izmērītajiem="" mainīgajiem="" un="" eksperimentālajiem="" faktoriem.="" pca="" samazina="" apjomīgus="" datus="" līdz="" nelielai="" saistītu="" mainīgo="" (ti,="" faktoru)="" lineāru="" kombināciju="" kopai,="" pamatojoties="" uz="" sākotnējo="" mainīgo="" korelācijas="" modeļiem.="" iegūtās="" lineāro="" atribūtu="" kombinācijas="" var="" izmantot="" konkrētu="" produktu="" īpašību="" profilēšanai,="" pamatojoties="" uz="" pētītajiem="" mainīgajiem.="" visas="" statistiskās="" analīzes="" tika="" veiktas,="" izmantojot="" ncss="" 2020="" statisticalsoftware="" (2020)="" (ncss,="" llc.,="" kaysville,="" ut,="">

anti-novecošanās cistanche ekstrakts

4. Secinājumi

Šī pirmā skrīninga eksperimenta rezultāti parādīja trīs islandiešu potenciālujūraszālessugas, nodrošinot efektīvu labvēlīgu ietekmi vairākos veidos. Zaļā pieeja, kas izstrādāta, izmantojot ūdens impulsu elektriskos laukus, uzrādīja līdzīgus rezultātus kā tradicionālā karstā ūdens ekstrakcija, parādot vairākas priekšrocības, piemēram, tās netermisko raksturu un īsāku ekstrakcijas laiku (10 min pret 45 min). No trim aļģu sugām brūnajām makroaļģēm A. esculenta bija vislielākais TPC un TFC saturs, kas arī uzrādīja vislielākoantioksidantsspējas Turklāt A. esculenta ūdens ekstraktiem bija labākas inhibējošās aktivitātes nekā P. palmaria un U. lactuca pret kolagenāzi, elastāzi, tirozināzi un hialuronidāzi, kas ir visdaudzsološākās.jūraszālessugas ar izcilu anti-enzimātisko aktivitāti, lai tās izmantotu ādas balināšanai,pretnovecošanasun ādas veselību. Interesanti, ka A. esculenta ekstrakti, kas iegūti ar PEF metodi, uzrādīja kolagenāzes inhibīciju par 91%, kas ir augstāka nekā inhibīcijas aktivitāte, ko uzrāda tradicionālā karstā ūdens ekstrakcija, un pat augstāka nekā inhibitors, ko nodrošina komerciālais komplekts. Visbeidzot, mūsu provizoriskais pētījums liecina, ka islandiešujūraszālesEkstrakti, kuru pamatā ir brūnās makroaļģes A. esculenta, kas iegūti ar ūdens impulsu elektrisko lauku ekstrakciju, ir potenciālas funkcionālas sastāvdaļas, kuras tuvākajā nākotnē varētu izmantot kā aktīvās vielas kosmētikas un kosmētikas preparātos.

Atsauces

1. Ariede, MB; Candido, TM; Džeikoms, ALM; Velasco, MVR; de Karvalju, JCM; Baby, AR Aļģu kosmētiskās īpašības — Areview. Algal Res. 2017, 25, 483–487. [CrossRef]

2. Makkara, HPS; Trans, G.; Heuzē, V.; Giger-Reverdin, S.; Lesīrs, M.; Lebas, F.; Ankers, P. Jūraszāles lopkopības diētām: pārskats.Anim. Feed Sci. Tehn. 2016, 212, 1.–17. [CrossRef]

3. O'Konors, Dž. Mīnijs, S.; Viljamsa, GA; Hejs, M. Olbaltumvielu ekstrakcija no četrām dažādām jūraszālēm, izmantojot trīs dažādas fizikālās pirmapstrādes stratēģijas. Molecules 2020, 25, 2005. [CrossRef]

4. Maksimo, P.; Ferreira, LM; Branco, P.; Lima, P.; Lourenço, A. Dienvideiropas invazīvo makroaļģu sekundārie metabolīti un bioloģiskā aktivitāte. Mar. Drugs 2018, 16, 265. [CrossRef]

5. Barkia, I.; Sāri, N.; Manning, SR Mikroaļģes augstvērtīgiem produktiem cilvēku veselībai un uzturam. Mar. Drugs 2019, 17, 304. [CrossRef]

6. Gomess-Zavaglia, A.; Prieto Lage, MA; Himeness-Lopess, C.; Mejuto, JC; Simal-Gandara, J. Jūras aļģu potenciāls kā prebiotisko un antioksidantu vērtības funkcionālo sastāvdaļu avots. Antioksidanti 2019, 8, 406. [CrossRef] [PubMed]

7. Salehi, B.; Šarifi-Rads, Dž.; Seca, AML; Pinto, DCGA; Mihalaks, I.; Trincone, A.; Mišra, AP; Nigams, M.; Zams, V.; Martins, N. Pašreizējās jūras aļģu tendences: aplūkojot ķīmisko sastāvu, fitofarmakoloģiju un kosmētiku. Molecules2019, 24, 4182. [CrossRef]

8. Gazali, E.; Drīzumā PC; Mutum, DS; Nguyen, B. Veselība un kosmētika: patērētāju vērtību izpēte, iegādājoties bioloģiskus personīgās higiēnas produktus. J. Mazumtirdzniecība. Patērē. Serv. 2017, 39., 154.–163. [CrossRef]

9. Ambergs, N.; Fogarassy, ​​C. Zaļā patērētāju uzvedība kosmētikas tirgū. Resursi 2019, 8, 137. [CrossRef]

10. Pereira, L. Jūraszāles kā bioaktīvu vielu avots un ādas kopšanas terapija — kosmētika, algoterapija un talasoterapija. Kosmētika, 2018, 5, 68. [CrossRef]

11. Mārtiņš, A.; Vieira, H.; Gaspars, H.; Santos, S. Tirgotie jūras dabīgie produkti farmācijas un kosmētikas nozarē: Padomi panākumiem. Mar. Drugs 2014, 12, 1066–1101. [CrossRef] [PubMed]

12. Agatonovičs-Kustrins, S.; Morton, D. Cosmeceuticals, kas iegūtas no bioaktīvām vielām, kas atrodamas jūras aļģēs. Okeanogrāfija 2013, 1, 106.

13. Van, H.-MD; Chen, C.-C.; Huynh, P.; Čangs, J.-S. Aļģu izmantošanas potenciāla izpēte kosmētikā. Bioresurss. Tehn. 2015, 184, 355–362. [CrossRef]

14. Džahans, A.; Ahmads, IZ; Fatima, N.; Ansari, VA; Akhtar, J. Aļģu bioaktīvie savienojumi kosmētiskajā nozarē: pārskats.Phycologia 2017, 56, 410–422. [CrossRef]

15. Morone, J.; Alfeuss, A.; Vaskonseloss, V.; Martins, R. Atklājot zilaļģu potenciālu kosmētikā un kosmētikā — jauna bioaktīva pieeja. Algal Res. 2019, 41, 101541. [CrossRef]

16. Cikošs, A.-M.; Jerkovičs, I.; Molnārs, M.; Šubariks, D.; Joki´c, S. Jaunas tendences makroaļģu dabisko produktu lietojumos. Nat. Prod.Res. 2019, 37, 1.–12. [CrossRef]

17. Thring, TS; Hilī, P.; Naughton, DP Anti-kolagenāzes, anti-elastāzes un antioksidantu aktivitātes ekstraktiem no 21 auga. BMCComplement. Altern. Med. 2009, 9, 27. [CrossRef]

18. Džeikobsens, C.; Sērensens, AM; Holdt, SL; Akoh, CC; Hermund, DB Avots, jaunu antioksidantu ieguve, raksturojums un lietojumi no jūraszālēm. Annu. Rev. Food Sci. Tehn. 2019, 10, 541–568. [CrossRef]

19. Castejón, N.; Señoráns, FJ Vienlaicīga omega-3 acilglicerīnu un glikolipīdu ekstrakcija un frakcionēšana no Nannochloropsis gaditana mitrās mikroaļģu biomasas, izmantojot spiediena šķidrumus. Algal Res. 2019, 37, 74–82. [CrossRef]

20. Mohameds, MEA; Eissa, AHA Impulsu elektriskie lauki pārtikas pārstrādes tehnoloģijai. Struktūra. Funkcija. Pārtikas inž. 2012, 11, 275–306.

21. Geada, P.; Rodrigess, R.; Loureiro, L.; Pereira, R.; Fernandess, B.; Teikseira, JA; Vaskonseloss, V.; Vicente, AA Elektrotehnoloģijas, ko izmanto mikroaļģu biotehnoloģijā — lietojumi, paņēmieni un nākotnes tendences. Atjaunot. Uzturēt. Energy Rev. 2018, 94, 656–668.[CrossRef]

22. Pūdarijs, MM; Barba, FJ; Aliakbarians, B.; Donsī, F.; Pataro, G.; Dias, DA; Juliano, P. Inovatīvas alternatīvas tehnoloģijas, lai ekstrahētu karotinoīdus no mikroaļģēm un jūraszālēm. Mar. Drugs 2016, 14, 214. [CrossRef] [PubMed]

23. Vorobjevs, E.; Lebovka, N. 2 — Ekstrakcija no pārtikas produktiem un biomateriāliem, ko uzlabo impulsa elektriskā enerģija. Inovatīvās pārtikas apstrādes tehnoloģijās; Knoerzer, K., Juliano, P., Smithers, G., Eds.; Woodhead Publishing: Sawston, Lielbritānija, 2016; 31.–56.lpp.

24. Kēferbeks, A.; Smetana, S.; de Voss, R.; Švarcs, C.; Toepfl, S.; Parniakov, O. Ilgtspējīga vērtīgu komponentu ieguve no Spirulīnas, izmantojot impulsu elektrisko lauku tehnoloģiju. Algal Res. 2020, 48, 101914. [CrossRef]

25. Parņakovs, O.; Barba, FJ; Grimi, N.; Marchal, L.; Džubo, S.; Ļebovka, N.; Vorobjevs, E. Impulsa elektriskā lauka palīdzēja iegūt uzturvērtības vērtīgus savienojumus no mikroaļģēm Nannochloropsis spp. izmantojot organisko šķīdinātāju un ūdens bināro maisījumu.Innov. Food Sci. Emerg. Tehn. 2015, 27, 79–85. [CrossRef]

26. Šērers, D.; Krusts, D.; Frejs, V.; Mullers, G.; Niks, P.; Gusbeth, C. Impulsa elektriskā lauka (PEF) atbalstītā proteīna atgūšana no ChlorellaVulgaris notiek ar fermentatīvu procesu starpniecību pēc šūnu nāves. Algal Res. 2019, 41, 101536. [CrossRef]

28. Naseri, A.; Marinju, GS; Holdt, SL; Bartela, JM; Jacobsen, C. Enzyme-assisted ekstrakcija un raksturojums proteīna no sarkanās jūraszāles Palmaria palmitate. Algal Res. 2020, 47, 101849. [CrossRef]

krusts

28. Robins, A.; Kazirs, M.; Saks, M.; Izraēla, A.; Frejs, V.; Mullers, G.; Livney, YD; Golbergs, A. Funkcionālie proteīnu koncentrāti, kas iegūti no zaļās jūras makroalgas Ulva sp., izmantojot augstsprieguma impulsu elektriskos laukus un mehānisko presi. ACS Sustain. Chem. Ing.2018, 6, 13696–13705. [CrossRef]

29. Einarsdotira, R.; Þórarinsdóttir, KA; Aðalbjörnsson, BV; Guðmundsons, M.; Marteinsdotira, G.; Kristbergsson, K. Impulsa elektriskā lauka palīdzības apstrādes parametru ietekme uz Laminaria digitata jēlūdens ekstrakciju. J. Appl. Phycol. 2021, 33,3287–3296. [CrossRef]

30. Postma, PR; Cerezo-Chinarro, O.; Akkermans, RJ; Olivjē, G.; Wijffels, RH; Brandenburga, Vašingtona; Eppink, MHM makroaļģu biorafinēšana Ulva Lactuca: proteīnu un ogļhidrātu ekstrakcija ar vieglu sadalīšanu. J. Appl. Phycol. 2018, 30, 1281–1293.[CrossRef]

31. Zbindens, MDA; Šturms, BSM; Nord, RD; Kerijs, VJ; Mūrs, D.; Shinogle, H.; Stagg-Williams, SM Impulsu elektriskais lauks (PEF) kā intensifikācijas pirmapstrāde zaļāka šķīdinātāja lipīdu ekstrakcijai no mikroaļģēm. Biotehnoloģija. Bioeng. 2013, 110, 1605–1615.[CrossRef]

32. Silve, A.; Papachristou, I.; Vīstners, R.; Strēšners, R.; Širmers, M.; Lēbers, K.; Guo, B.; Interrante, L.; Postens, C.; Frey, W. Lipīdu ekstrakcija no mitrajām mikroaļģēm Auxenochlorella protothecoides, izmantojot impulsu elektriskā lauka apstrādi un etanola-heksāna maisījumus. AlgalRes. 2018, 29, 212–222. [CrossRef]

33. Čitapuns, S.; Jonjaroen, V.; Khumrangzē, K.; Charoenrat, T. C-fikocianīna ekstrakcija no divām saldūdens zilaļģēm, izmantojot sasalšanas-atkausēšanas un impulsa elektriskā lauka metodes, lai uzlabotu ekstrakcijas efektivitāti un tīrību. Algal Res. 2020, 46, 101789. [CrossRef]

34. Aryee, ANA; Agyei, D.; Akanbi, TO Jūras aļģu pigmentu atgūšana un izmantošana pārtikas pārstrādē. Curr. Atzinums. Food Sci.2018, 19, 113–119. [CrossRef]

35. Novacka, M.; Tapi, S.; Viktors, A.; Rybaks, K.; Miščikovska, A.; Čiževskis, J.; Drozdzāls, K.; Witrowa-Rajchert, D.; Tailevičs, U. Impulsa elektriskā lauka ietekme uz bioaktīvo savienojumu ieguvi no bietēm. Foods 2019, 8, 244. [CrossRef]

36. Martiness, Dž. M.; Delso, C.; Alvaress, I.; Raso, J. Impulsa elektriskā lauka asistēta vērtīgu savienojumu ekstrakcija no mikroorganismiem. Saprast. Rev. Food Sci. Pārtika Saf. 2020, 19, 530–552. [CrossRef]

37. Pataro, G.; Getels, M.; Straesner, R.; Gusbete, C.; Ferrari, G.; Frey, W. PEF apstrādes ietekme uz vērtīgu savienojumu ekstrakciju no mikroaļģēm C. vulgaris. Chem. Inž. Trans. 2017, 57., 67.–72.

38. Bruntons, NP; Luengo, E. Impulsu elektriskie lauki sekundāro metabolītu ekstrakcijai no augiem. impulsu elektriskajos laukos sekundāro metabolītu ekstrakcijai no augiem; Miklavčičs, D., Ed.; Springer International Publishing: Cham, Šveice, 2017;pp. 1.–15.

39. Šīners, P.; Melns, KD; Stenlijs, MS; Green, DH Sezonālas atšķirības brūnaļģu sugu Laminaria digitata, Laminaria hyperborea, Saccharina latissima un Alaria esculenta ķīmiskajā sastāvā. J. Appl. Phycol. 2015, 27, 363–373. [CrossRef]

40. Salgado, LT; Tomazetto, R.; Cinelli, LP; Farina, M.; Filho, GMA Brūno aļģu alginātu ietekme uz fenola savienojumu spēju absorbēt ultravioleto starojumu in vitro. Braz. J. Oceanogr. 2007, 55, 145–154. [CrossRef]

41. Orfanoudaki, M.; Hartmanis, A.; Karstens, U.; Ganzera, M. Mikosporīnam līdzīgu aminoskābju ķīmiskā profilēšana divdesmit trīs aļģu sugās. J. Phycol. 2019, 55, 393–403. [CrossRef]

42. Pangestuti, R.; Siahāna, EA; Kims, S.-K. Fotoaizsargājošas vielas, kas iegūtas no jūras aļģēm. Mar. Drugs 2018, 16, 399.[CrossRef] [PubMed]

43. Šneiders, G.; Figueroa, Florida; Vega, J.; Čavess, P.; Alvaress-Gómess, F.; Korbee, N.; Bonomi-Barufi, J. Jūras fotosintētisko organismu fotoaizsardzības īpašības, kas audzētas augstas ultravioletās iedarbības zonās: Kosmētikas pielietojumi. Algal Res. 2020,49, 101956. [CrossRef]

44. Nišida, Y.; Kumagai, Y.; Mičiba, S.; Jasui, H.; Kishimura, H. Mikosporīnam līdzīgu aminoskābju efektīva ekstrakcija un antioksidantu kapacitāte no sarkanaļģes Dulse Palmaria palmitāta Japānā. Mar. Drugs 2020, 18, 502. [CrossRef] [PubMed]

45. Rēms, E.; Dalgleišs, F.; Huot, M.; Matteoli, S.; Arčambaults, P.; Lamberts Žirārs, S.; Pičē, M.; Lagunas-Morales, J. Fluorescentās un diferenciālās absorbcijas LiDAR metožu salīdzināšana aļģu biomasas noteikšanai ar pielietojumu Arktikas substrātiem. InOcean Sensing and Monitoring X; Starptautiskā optikas un fotonikas biedrība: Belingema, Vašingtona, ASV, 2018. gads; Sējums 10631, lpp. 106310Z.

46. ​​Van, T.; Jonsdotira, R.; Ólafsdóttir, G. Kopējie fenola savienojumi, radikāļu attīrīšana un Islandes jūras aļģu ekstraktu metālu helātu veidošanās. Food Chem. 2009, 116., 240.–248. [CrossRef]

47. Bedoux, G.; Harduīns, K.; Burlot, AS; Bourgougnon, N. Divpadsmitā nodaļa — Bioaktīvie komponenti no jūraszālēm: Kosmētikas pielietojumi un nākotnes attīstība. In Advances in Botanical Research; Bourgougnon, N., Ed.; Akadēmiskā prese: Kembridža, MA, ASV, 2014; 71.sējums, 345.–378.lpp.

48. Roleda, MY; Marfaings, H.; Dešņica, N.; Jónsdotirs, R.; Skjermo, J.; Rebours, C.; Nitschke, U. Polifenola un smago metālu satura izmaiņas savvaļā novāktās un kultivētās jūras aļģu lielapjoma biomasā: veselības riska novērtējums un ietekme uz pārtikas pielietojumu. Pārtikas kontrole 2019, 95, 121–134. [CrossRef]

49. Ummat, V.; Tiwari, BK; Jaiswal, AK; Kondons, K.; Garsija-Vakero, M.; O'Dohertijs, Dž.; O'Donels, C.; Rajauria, G. Ultraskaņas frekvences, ekstrakcijas laika un šķīdinātāja optimizācija polifenolu, florotanīnu un saistīto antioksidantu aktivitāšu atgūšanai no brūnajām jūraszālēm. Mar. Drugs 2020, 18, 250. [CrossRef]

50. Afonso, C.; Matoss, J.; Gvarda, I.; Gomes-Bispo, A.; Gomess, R.; Cardoso, C.; Gueifão, S.; Delgado, I.; Koelju, I.; Kastanheira, I.; et al.Alaria esculenta un Saccharina latissima bioaktīvais un uztura potenciāls. J. Appl. Phycol. 2021, 33, 501–513. [CrossRef]

51. Cotas, J.; Leandro, A.; Monteiro, P.; Pačeko, D.; Figueirinha, A.; Gonsalvesa, AMM; da Silva, GJ; Pereira, L. Jūras aļģu fenoli: no ekstrakcijas līdz pielietojumam. Mar. Drugs 2020, 18, 384. [CrossRef]

52. Farasat, M.; Khavari-Nejad, RA; Nabavi, SM; Namjooyan, F. Antioksidantu aktivitāte, kopējais fenolu un flavonoīdu saturs dažās ēdamajās zaļajās jūraszālēs no Persijas līča ziemeļu krastiem. IJPR 2014, 13, 163–170. [PubMed]

53. Manivanans, K.; Tirumarans, G.; Devi, GK; Anantharaman, P.; Balasubramanian, T. Tuvākais dažādu jūras aļģu grupu sastāvs no Vēdalajas piekrastes ūdeņiem (Mannaras līcis): Indijas dienvidaustrumu piekraste. Tuvie Austrumi J. Sci. Res. 2009, 4, 72–77.

54. Mišurcova, L.; Škrovánkova, S.; Sameks, D.; Ambrožova, J.; Mach ˚u, L. 3. nodaļa — Aļģu polisaharīdu ieguvumi veselībai cilvēku uzturā. In Advances in Food and Nutrition Research; Henrijs, J., Ed.; Akadēmiskā prese: Kembridža, MA, ASV, 2012; 66. sējums, 75.–145. lpp.

55. Lafarga, T.; Acién-Fernández, FG; Garcia-Vaquero, M. Bioaktīvie peptīdi un ogļhidrāti no jūras aļģēm izmantošanai pārtikā: sastopamība dabiskā veidā, izolācija, attīrīšana un identificēšana. Algal Res. 2020, 48, 101909. [CrossRef]

56. Mutripah, S.; Meinita, MDN; Kangs, J.-Y.; Džeongs, G.‑T.; Susanto, AB; Prabowo, RE; Hong, Y.-K. Bioetanola ražošana no Palmaria palmata hidrolizāta, izmantojot sērskābi un fermentāciju ar alus raugu. J. Appl. Phycol. 2014, 26, 687–693.[CrossRef]

57. Domingess, H.; Loret, EP Ulva lactuca, A Source of Troubles and Potential Riches. Mar. Drugs 2019, 17, 357. [CrossRef]

58. Kidžels, Dž.T.; Magnusons, M.; de Nys, R.; Glasson, CRK Ulvan: Sistemātisks ekstrakcijas, sastāva un funkcijas pārskats.Algal Res. 2019, 39, 101422. [CrossRef]

59. Habeebullah, SFK; Alagarsamijs, S.; Arnous, A.; Jacobsen, C. Antioksidantu sastāvdaļu fermentatīvā ekstrakcija no Dānijas jūraszālēm un aktīvo vielu raksturojums. Algal Res. 2021, 56, 102292. [CrossRef]

60. Yuan, Y.; Džans, Dž.; Fans, Dž.; Klārks, Dž.; Šens, P.; Li, Y.; Džans, C. Fenola savienojumu ekstrakcija ar mikroviļņiem no četrām ekonomiskajām brūno makroaļģu sugām un to antioksidantu aktivitāšu un inhibējošās ietekmes uz amilāzi, glikozidāzi, aizkuņģa dziedzera lipāzi un tirozināzi novērtējums. Int. Food Res. J. 2018, 113., 288.–297. [CrossRef]

61. Balboa, EM; Konde, E.; Moure, A.; Falkē, E.; Domínguez, H. Neapstrādātu brūnaļģu ekstraktu un savienojumu antioksidanta īpašības in vitro. Food Chem. 2013, 138, 1764–1785. [CrossRef]

63. Kainama, H.; Fatmavati, S.; Santoso, M.; Papilaja, PM; Ersam, T. Brīvo radikāļu attīrīšanas un Garcinia lasoar PAM kopējā fenola un flavonoīdu satura saistība. Pharm. Chem. J. 2020, 53, 1151–1157. [CrossRef]

63. Danga, TT; Van Vuongs, Q.; Šreiders, MJ; Boujers, MC; Van Altena, IA; Scarlett, CJ Ultraskaņas palīdzību ekstrakcijas apstākļu optimizācija aļģu Hormosira banksii fenola saturam un antioksidantu aktivitātēm, izmantojot atbildes virsmas metodoloģiju. J. Appl. Phycol. 2017, 29, 3161–3173. [CrossRef]

64. Couteau, C.; Coiffard, L. 14. nodaļa — jūras aļģu lietošana kosmētikā. Jūras aļģēs veselībā un slimību profilaksē; Fleurence, J., Levine, I., Eds.; Academic Press: Sandjego, Kalifornija, ASV, 2016; 423.–441.lpp.

65. Cukahara, K.; Takema, Y.; Moriwaki, S.; Tsuji, N.; Suzuki, Y.; Fudžimura, T.; Imokawa, G. Selektīva ādas fibroblastu elastāzes inhibīcija izraisa no koncentrācijas atkarīgu ultravioletā starojuma B izraisītu grumbu veidošanās novēršanu. J. Izmeklēt. Dermatol. 2001, 117, 671–677. [CrossRef]

66. Liyanaarachchi, GD; Samarasekera, JKRR; Mahanama, KRR; Hemalāls, KDP tirozināze, elastāze, hialuronidāze, Šrilankas ārstniecības augu inhibējošā un antioksidanta aktivitāte jauniem kosmētikas līdzekļiem. Ind. Crops Prod. 2018, 111, 597–605. [CrossRef]

67. Gupta, PL; Rajput, M.; Oža, T.; Trivedi, U.; Sanghvi, G. Mikrobu produktu izcilība kosmētikas rūpniecībā. Nat. Prod.Bioprospect. 2019, 9, 267–278. [CrossRef] [PubMed]

68. Zolgadri, S.; Bahrami, A.; Hasans Kāns, MT; Munozs-Munozs, J.; Garsija-Molina, F.; Garsija-Kanovs, F.; Saboury, AA Visaptverošs pārskats par tirozināzes inhibitoriem. J. Enzyme Inhib. Med. 2019, 34, 279–309. [CrossRef]

69. Couteau, C.; Coiffard, L. Phycocosmetics and Other Marine Cosmetics, Specific Cosmetics Formuled using Marine Resources.Mar. Drugs 2020, 18, 322. [CrossRef]

71. Sāri, DM; Anvars, E.; Arifianti, AE Brūno jūras aļģu (Turbinaria conoides) etanola ekstraktu antioksidanta un tirozināzes inhibitoru aktivitātes kā balināšanas sastāvdaļa. Pharm. J. 2019, 11, 379.–382. [CrossRef]

71. Brenners, M.; Dzirde, VJ Melanīna aizsargājošā loma pret UV bojājumiem cilvēka ādā. Fotoķīm. Photobiol. 2008, 84 539–549. [CrossRef] [PubMed]

72. Lī, SY; Beiks, N.; Nam, T.‑G. Dabiskie, pussintētiskie un sintētiskie tirozināzes inhibitori. J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2016, 31,1.–13. [CrossRef] [PubMed]

73. Ferreres, F.; Lopes, G.; Gil-Izkjerdo, A.; Andrade, PB; Sousa, C.; Mouga, T.; Valentão, P. Florotanīna ekstrakti no Fucales, ko raksturo HPLC-DAD-ESI-MSn: pieejas hialuronidāzes inhibējošajai spējai un antioksidantu īpašībām. Mar.Drugs 2012, 10, 2766–2781. [CrossRef] [PubMed]

74. Fayad, S.; Neme, R.; Tannoury, M.; Leseljē, E.; Pičons, C.; Morin, P. Macroalga Padina pavonica ūdens ekstrakti, kas iegūti ar šķidruma ekstrakciju zem spiediena un ekstrakciju ar mikroviļņu palīdzību, kavē hialuronidāzes aktivitāti, kā to parāda kapilārā elektroforēze.J. Hromatogr. A 2017, 1497, 19.–27. [CrossRef] [PubMed]

75. Athukorala, Y.; Kims, K.-N.; Džeons, Y.-J. Brūno aļģu, Ecklonia cava, fermentatīvā hidrolizāta antiproliferatīvās un antioksidanta īpašības. Food Chem. Toksikols. 2006, 44, 1065–1074. [CrossRef]

76. Jiménez-Escrig, A.; Gomess-Ordoness, E.; Rupérez, P. Brown un sarkanās jūraszāles kā potenciāli avoti antioksidantu uzturvielu.J. Appl. Phycol. 2012, 24, 1123–1132. [CrossRef]

77. Karawita, R.; Sirivardhana, N.; Lī, K.-W.; Heo, M.-S.; Jā, I.-K.; Lī, Y.-D.; Džeons, Y.-J. Dažādu Hizikia fusiformis šķīdinātāju frakciju reaktīvo skābekļa savienojumu attīrīšanas, metalhelācijas, reducēšanas jaudas un lipīdu peroksidācijas inhibīcijas īpašības.Eur. Food Res. Tehn. 2005, 220, 363–371. [CrossRef]

78. Jormalainens, V.; Honkanen, T. Dabiskās atlases izmaiņas augšanai un florotanīni brūnās aļģēs Fucus vesiculosus.J. Evolut. Biol. 2004, 17, 807–820. [CrossRef] [PubMed]

79. Koivikko, R.; Loponens, J.; Pihlaja, K.; Jormalainens, V. Florotanīnu augstas izšķirtspējas šķidruma hromatogrāfiskā analīze no brūnaļģes Fucus vesiculosus. Phytochem. Anal. 2007, 18, 326–332. [CrossRef] [PubMed]

80. Marēčeks, V.; Mikyška, A.; Hampels, D.; Cejka, P.; Neuvirtovs ˇ á, J.; Malachová, A.; Cerkal, R. ABTS un DPPH metodes kā līdzeklis vasaras miežu un iesala antioksidantu kapacitātes izpētei. J. Cereal Sci. 2017, 73., 40.–45. [CrossRef]

82. Asada, M.; Sugie, M.; Inū, M.; Nakagomi, K.; Hongo, S.; Murata, K.; Īrija, S.; Takeuči, T.; Tomizuka, N.; Oka, S. Algīnskābju inhibējošā ietekme uz hialuronidāzi un histamīna izdalīšanos no tuklo šūnām. Biosci. Biotehnoloģija. Biochem. 1997, 61, 1030–1032.[CrossRef] [PubMed]

83. Mase, T.; Jamauči, M.; Kato, Y.; Esaki, H.; Isshiki, S. Hialuronidāzes inhibējošais skābais polisaharīds, kas izolēts no PorphyridiumPurpureum. Pētījumu eseju kolekcija Suišanas Sieviešu Gakuenas universitātē. Nat. Sci. 2013, 44, 105.–113.83. Tolpezņikaitė, E.; Bartkevičs, V.; Ruzausks, M.; Pilkaitīte, R.; Višķelis, P.; Urbonavičiene, D.; Zavistanavičiute, P.; Zokaitīte, E.;Rūbys, R.; Bartkiene, E. Makro- un mikroaļģu ekstraktu bioaktīvo savienojumu un mikro- un makroelementu raksturojumsPāreja no aļģēm uz ekstraktu. Foods 2021, 10, 2226. [CrossRef]

84. Gomezs, I.; Huovinens, P. Dienvidčīles jūras aļģu morfofunkcionālie modeļi un zonējums: fotosintētisko un biooptisko īpašību nozīme. Mar. Ekol. Prog. Ser. 2011, 422, 77–91. [CrossRef]

86. Karstens, U.; Wiencke, C. Faktori, kas kontrolē UV-absorbējošu mikosporīnam līdzīgu aminoskābju veidošanos jūras sarkano aļģu palmārijas palmitātā no Špicbergenas (Norvēģija). J. Augs. Fiziol. 1999, 155, 407–415. [CrossRef]

86. Ummat, V.; Sivagnanam, SP; Rajauria, G.; O'Donels, C.; Tiwari, BK Sasniegumi priekšapstrādes tehnoloģijās un zaļās ekstrakcijas tehnoloģijās bioaktīvajām jūras aļģēm. Trends Food Sci. Technol 2021, 110, 90–106. [CrossRef]

87. Bousetta, N.; Lanoiselle, J.‑L.; Bedel-Cloutour, C.; Vorobjevs, E. Šķīstošo vielu ekstrakcija no vīnogu izspaidām ar augstsprieguma elektrisko izlādi polifenolu atgūšanai: Sēra dioksīda un termiskās apstrādes ietekme. J. Pārtikas inž. 2009, 95, 192–198.[CrossRef]

88. Getels, M.; Eings, C.; Gusbete, C.; Straesner, R.; Frey, W. Impulsu elektriskā lauka palīdzību ieguve intracelulārās vērtslietas no mikroaļģēm. Algal Res. 2013, 2, 401–408. [CrossRef]

89. Hvangs, P.-A.; Wu, C.-H.; Gau, S.-Y.; Chien, S.-Y.; Hvangs, D.‑F. Karstā ūdens ekstrakta antioksidanta un imunitāti stimulējoša iedarbība no jūraszālēm Sargassum epiphyllum. J. Mar. Sci. Tehn. 2010, 18, 41–46. [CrossRef]

90. Sabīna Farvina, KH; Jacobsen, C. Dānijas piekrastes atlasīto jūras aļģu sugu fenola savienojumi un antioksidantu aktivitātes. Food Chem. 2013, 138, 1670–1681. [CrossRef] [PubMed]

91. Godļevska, K.; Mihalaks, I.; Tuhy, L.; Chojnacka, K. Augu augšanas biostimulatori, kuru pamatā ir dažādas jūras aļģu ekstrakcijas metodes ar ūdeni. BioMed Res. Int. 2016., 2016., 1.–11. [CrossRef] [PubMed]

92. Džans, K.; Džans, Dž.; Šens, Dž.; Silva, A.; Deniss, DA; Barrow, CJ Vienkārša 96-Akas mikroplates metode kopējā polifenola satura noteikšanai jūraszālēs. J. Appl. Phycol. 2006, 18, 445–450. [CrossRef]

94. Kamtekārs, S.; Kērs, V.; Patil, V. Fenola satura, flavonoīdu satura, antioksidantu un alfa-amilāzes inhibējošās aktivitātes novērtējums tirgū laistajā poliaugu preparātā. J. Appl. Pharm. Sci. 2014, 4, 61.

94. Neto, R.; Marsal, C.; Queiros, A.; Abreu, M.; Silva, A.; Cardoso, S. Ulva rigida, Gracilaria sp., Fucus vesiculosus un Saccharina latissima kā funkcionālo sastāvdaļu skrīnings. Int. J. Mol. Sci. 2018, 19, 2987. [CrossRef]

95. Benzijs, IF; Celms, JJ Plazmas dzelzs reducējošā spēja (FRAP) kā "antioksidanta spēka" mērs: FRAP tests. Anal.Biochem. 1996, 239, 70–76. [CrossRef]

96. Euns Lī, K.; Bharadwaj, S.; Jadava, U.; Gu Kang, S. Kofeīna kā inhibitora pret kolagenāzi, elastāzi un tirozināzes novērtējums, izmantojot in silico un in vitro pieeju. J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2019, 34, 927–936. [CrossRef] [PubMed]